[go: up one dir, main page]
More Web Proxy on the site http://driver.im/

DE10119036C1 - Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase - Google Patents

Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase

Info

Publication number
DE10119036C1
DE10119036C1 DE10119036A DE10119036A DE10119036C1 DE 10119036 C1 DE10119036 C1 DE 10119036C1 DE 10119036 A DE10119036 A DE 10119036A DE 10119036 A DE10119036 A DE 10119036A DE 10119036 C1 DE10119036 C1 DE 10119036C1
Authority
DE
Germany
Prior art keywords
oxygen
analyte
diffusion
sensor
immersion sensor
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Expired - Fee Related
Application number
DE10119036A
Other languages
English (en)
Inventor
Rudolph Ehwald
Peter Abel
Uwe Beyer
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Roche Diagnostics GmbH
Original Assignee
Disetronic Licensing AG
Tecpharma Licensing AG
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Disetronic Licensing AG, Tecpharma Licensing AG filed Critical Disetronic Licensing AG
Priority to DE10119036A priority Critical patent/DE10119036C1/de
Priority to PCT/CH2002/000209 priority patent/WO2002083930A2/de
Application granted granted Critical
Publication of DE10119036C1 publication Critical patent/DE10119036C1/de
Priority to US10/687,529 priority patent/US7335286B2/en
Priority to US12/032,456 priority patent/US8017314B2/en
Anticipated expiration legal-status Critical
Expired - Fee Related legal-status Critical Current

Links

Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/001—Enzyme electrodes
    • C12Q1/005—Enzyme electrodes involving specific analytes or enzymes
    • C12Q1/006—Enzyme electrodes involving specific analytes or enzymes for glucose
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/001—Enzyme electrodes
    • C12Q1/002—Electrode membranes

Landscapes

  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Proteomics, Peptides & Aminoacids (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Biophysics (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Emergency Medicine (AREA)
  • Apparatus Associated With Microorganisms And Enzymes (AREA)
  • Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)

Abstract

Die Erfindung betrifft die Messung der Konzentration von Analyten mit Hilfe einer Oxidase in einem Tauchsensor, der sich in einer Flüssigkeit oder flüssigkeitshaltigen Matrix befindet. Sauerstoff diffundiert in die Enzymschicht von innen aus einem gasgefüllten Raum, der mit der Atmosphäre bzw. einem Sauerstoffreservoir in Verbindung steht. Dies ermöglicht Sauerstoffsättigung der Oxidase in einem sauerstoffarmen oder sauerstoffreien Medium bzw. bei hoher Analytkonzentration. Die Diffusion des Analyten in die Enzymschicht erfolgt in einem diffusionslimitierenden wasserhaltigen Kanal oder mehreren solcher Kanäle, wobei der Kanal/die Kanäle an der Sensoroberfläche mit einer für Proteine undurchlässigen hydrophilen Matrix gefüllt ist/sind. Durch Vergrößerung des Kanalquerschnitts an der Sensoroberfläche und/oder durch Verbindung des Kanals/der Kanäle mit einer für Proteine undurchlässigen porösen hydrophilen Schicht an der Sensoroberfläche, wird die Wirkung äußerer Ablagerungen auf den Diffusionswiderstand für den Analyten reduziert.

Description

Die Erfindung betrifft die Messung der Konzentration von wenigstens einem Analyten mit Hilfe einer Oxidase eines Tauchsensors, der sich in einer Flüssigkeit oder flüssigkeitshaltigen Matrix befindet. Bei der Matrix handelt es sich vorzugsweise um organisches Gewebe, besonders bevorzugt um menschliches oder tierisches Gewebe. Der Tauchsensor wird in bevorzugten Anwendungen in das Gewebe implantiert. Subkutan implantierbare Mikrosensoren auf der Basis der Glucoseoxidase als bevorzugtes Beispiel einer Oxidase stellen besonders bevorzugte Anwendungsbeispiele für die Diagnostik und intensive Therapie von Diabetes dar.
Amperometrische Enzymsensoren für die Analyse von Einzelproben auf der Basis analytspezifischer Oxidasen können als technisch ausgereift angesehen werden. Dagegen befinden sich Tauchsensoren auf der Basis einer Oxidasereaktion, die in eine analythaltige Flüssigkeit oder Matrix eingeführt oder implantiert werden, noch in der technischen Entwicklung. Wenn die Konzentration des gelösten Sauerstoffs über der Analytkonzentration liegt, kann die notwendige Sauerstoffsättigung der Oxidase nur durch selektive Diffusionsbehinderung für den Analyten erreicht werden. In hypoxischen Medien verschärft sich das Problem der Sauerstoffsättigung. Subcutan implantierbare amperometrische Mikrosensoren auf der Basis der Glucoseoxidase besitzen ein potentielles Anwendungsgebiet für die Diagnostik und intensive Therapie des Diabetes mellitus [DCCT Research Group, N Engl. J. Med. 329, 977-986, 1993]. Da die Konzentration des gelösten Sauerstoffs im Gewebe nur einige Hundertstel der Glucoseconzentration beträgt, wird die enzymhaltige Schicht von einer Membran bedeckt, deren Permeabilität für Sauerstoff etwa tausendfach höher als für Glucose ist. Dies erreicht man durch Verwendung permselektiver Membranen, unselektiver Poren bzw. Durchbrüche in einer sauerstoffdurchlässigen, für den Analyten undurchlässigen Membran (Analytfenster) oder durch Verwendung eines Sensors mit unterschiedlichen Membranen auf je einer Seite der Enzymschicht, wobei eine der Membranen für den Analyten mit geringer Permeabilität durchlässig, die andere nur für Sauerstoff permeabel ist [Gough et al., Anal. Chem. 57, 2351-2357, 1985; Sensor Heller].
Aus der US 5,431,160 ist beispielsweise ein implantierbarer elektrochemischer Sensor bekannt, der ein Enzymmaterial zur Reaktion mit einer bestimmten chemischen Komponente einer Flüssigkeit einsetzt, wobei sich die Flüssigkeit zunächst ausserhalb des Sensors befindet. Über eine Aussenmembran kann Flüssigkeit in eine Kammer des Sensors gelangen. Von dieser Membran werden größere Moleküle oder Partikel zurückgehalten. Durch eine hydrophobe Innenmembran gelangen mit Hilfe molekularer Diffusion nur kleine Moleküle, wie etwas begrenzte Mengen an Glucose, in eine weitere Kammer. Große Moleküle, Wasser und große Mengen von Glucose werden von dieser Membran abgehalten. In einem Ausführungsgbeispiel wird mit diesem Sensor über den Sauerstoffverbrauch die Glukosekonzentration mittels Glukoseoxidase und Katalase gemessen. Eine Sauerstoffversorgung für den Sensor ist jedoch nicht vorgesehen.
In der DE 195 07 107 C1 ist ein implantierbares Sensorsystem beschrieben, mit dem z. B. Konzentrationen von Glucose und anderen Analyten im Gewebe oder in Blutgefäßen von Menschen gemessen werden können. Die Sensoroberfläche ist mit einer permeablen Kapillarmembran verbunden, die mit einem Stoff gefüllt ist, der den Transport des Analyten zur Sensoroberfläche ermöglicht, wobei der Analyt von aussen aus dem Gewebe in das Innere der Kapillarmembran tritt. Dieser Transport erfolgt z. B. durch Diffusion. Die Sensoren können z. B. Enzymelektroden zur Messung der Glucosekonzentration sein und der Stoff in der Kapillarmembran kann z. B. eine Kochsalzlösung sein. Weiter ist die Kapillarmembran durch einen Kanal derart mit einem Septum verbunden, dass mit einer Injektionsnadel Stoffe durch das Septum in das Innere der Kapillarmembran gefüllt und von dort entnommen werden können. Der Kanal ist in Kontakt mit einer Membran, die für den zu messenden Stoff permeabel ist. Auf der gegenüberliegenden Seite der Membran befindet sich ein zweiter Stoff der mit dem hindurchdiffundierten Analyten eine Reaktion eingeht. Die durch die Reaktion veränderte Sauerstoffkonzentration kann mit einem weiteren Sensor gemessen werden.
Ein Sensor mit einer permeablen Flüssigkeitsschicht auf der Sensoroberfläche ist in WO 01/13784 A1 angegeben. Ein Analyt aus einem externen Medium kann durch Diffusion in die Flüssigkeitsschicht eindringen und zu dem Sensor gelangen. In einem Ausführungsbeispiel ist eine Sensorelektrode innerhalb eines Kanals derart untergebracht, dass ein Zwischenraum zwischen der Innenseite des Kanals und der Elektrode verbleibt. Das Ende des Kanals wird z. B. durch eine Membran gebildet, die mit der Sensorelektrode in Kontakt steht. Die Analytflüssigkeit strömt durch den Zwischenraum an dem Sensor vorbei und der Flüssigkeitsstrom wird durch die Membran begrenzt. Eine Regulierung der am Sensor vorhandenen Sauerstoffmenge ist nicht beschrieben.
Ferner sind implantierbare Sensoren zur Messung der Glucosekonzentration z. B. mit Glucoseoxidase aus der US 6,001,067 und der WO 99/29230 bekannt.
Gegenwärtig erfordern implantierbare amperometrische Glucose-Sensoren eine Rekalibrierung in bestimmten Zeitabständen, weil die Empfindlichkeit sich mit der Zeit verringert. Als eine der möglichen Ursachen hierfür wird eine Zunahme des Diffusionswiderstandes für die Glucose durch permeationshemmende Auflagerungen auf die Membran oder das Analytfenster angesehen [Rigby et al., Anal. Chim. Acta 385, 23-­ 32, 1999].
Eine Aufgabe der Erfindung besteht in der Bereitstellung eines Tauchsensors und eines Verfahrens, der bzw. das Sauerstoffsättigung der Oxidase des Tauchsensors bei relativ niedrigen Sauerstoffkonzentrationen einer Flüssigkeit oder Matrix oder einem ungünstigen Konzentrationsverhältnis zwischen dem Sauerstoff und dem Analyten gewährleistet. Vorzugsweise soll die Auswirkung etwaiger Auflagerungen auf den Diffusionswiderstand für den Analyten reduziert werden.
Die Aufgabe wird durch die Gegenstände der unabhängigen Ansprüche gelöst. Besonders vorteilhafte Ausgestaltungen werden durch die abhängigen Ansprüche beschrieben.
Die Wirkung etwaiger Auflagerungen auf den Diffusionswiderstand für den Analyten wird erfindungsgemäß dadurch reduziert, dass die Diffusion des Analyten aus der Matrix in den Enzymbereich, der vorzugsweise eine Enzymschicht ist, in mindestens einem wasserhaltigen Kanal stattfindet. Vorzugsweise besteht nur diese Möglichkeit des Analyttransports zu dem Enzym. Der Diffusionswiderstand für den Analyten wird in einer ersten Ausführungsform durch das Verhältnis von Querschnitt und Länge des vorzugsweise tangential zur Sensoroberfläche verlaufenden Diffusionsweges bestimmt. Ein vergößerter wirksamer Querschnitt des Diffusionskanals oder der mehreren Diffusionskanäle an der Sensoroberfläche führt zu einer Abflachung äußerer Konzentrationsgradienten und reduziert so die Wirkung äußerer Auflagerungen auf den Diffusionsfluss. Der gleiche Effekt wird in einer zweiten Ausführungsform erreicht, indem der Kanal oder die mehreren Kanäle an oder nahe der Oberfläche des Sensors in eine hydrophile, poröse und Proteine ausschließende Schicht übergeht, die an die Matrix grenzt. Der Diffusionskanal führt durch ein für Wasser unpermeables Material und ist an der Oberfläche des Sensors durch einen definierten hydrophilen porösen Stoff, z. B. regenerierte Zellulose, mit niedriger Molekülgrößenausschlussgrenze und hoher Permeabilität für niedermolekulare Stoffe gefüllt. Die Ausschlussgrenze dieses Stoffes verhindert eine Veränderung des Diffusionswiderstandes durch Eindringen von Proteinen oder anderen Kolloiden.
Die enzymhaltige, d. h. oxidasehaltige Schicht kann beispielsweise matrixseitig von einer für den Analyten undurchlässigen dünnen, für Sauerstoff permeablen Membran ohne Analytfenster bedeckt sein, während die Diffusion des Analyten aus der Matrix in die Enzymschicht in dem mindestens einen wasserhaltigen Diffusionskanal stattfindet. Im flußbegrenzenden Teil übersteigt die Länge des Kanals oder jedes Kanals im Falle mehrerer Kanäle die Dicke der Membran, vorzugsweise übersteigt die Kanallänge die Membrandicke um ein Vielfaches.
Die Sauerstoffsättigung bei unzureichendem Sauerstoffgehalt der zu untersuchenden Flüssigkeit oder Matrix oder bei einem weiten Konzentrationsverhältnis zwischen dem Analyten und dem gelösten Sauerstoff wird erfindungsgemäß dadurch erreicht, dass die enzymhaltige Schicht von innen an einen inneren Gasraum des Sensors, beispielsweise einen gashaltigen Kanal, grenzt. Die Gasphase in diesem Raum steht mit einem Sauerstoffreservoir oder der Atmosphäre in Verbindung und ermöglicht die diffusive oder konvektive Nachlieferung des verbrauchten Sauerstoffs. Der Sauerstoff diffundiert von innen in die Enzymschicht. Der den Konzentrationsabfall bewirkende Diffusionsweg des Analyten verläuft vorzugsweise durch Membranporen oder Diffusionskanäle von aussen zur Enzymschicht. Zwischen der Enzymschicht und dem gashaltigen Raum kann sich eine dünne sauerstoffdurchlässige Membran befinden. Alternativ kann die wasserhaltige Enzymschicht direkt an die Gasphase des gashaltigen Raums grenzen. Eine günstige Möglichkeit, das erfindungsgemäße Verfahren und den erfindungsgemäßen Tauchsensor zur realisieren, besteht darin, die Enzymschicht an bzw. in die gequollene poröse hydrophile Wand einer Hohlfaser mit gasgefülltem Lumen zu binden. Das Eindringen von Flüssigkeit in das Lumen der Hohlfaser kann durch Anwendung leichten Überdrucks oder durch eine partielle Füllung des Lumens mit feindispersen hydrophoben Fasern oder Partikeln verhindert werden. Letztere bilden auf Grund ihrer Oberflächeneigenschaften Benetzungsbarrieren für Wasser oder wäßrige Lösungen. Da der gasgefüllte Raum mit der Atmosphäre oder einem Sauerstoffreservoir kommuniziert, wird der bei der Reaktion der Oxidase mit dem Analyten verbrauchte Sauerstoff mit geringem Stoffübergangswiderstand nachgeliefert. Hierdurch können, unabhängig vom Sauerstoffgehalt der Matrix, hohe und von der Analytkonzentration abhängige Umsatzraten erreicht werden.
Die Verwendung einer gashaltigen Hohlfaser ermöglicht außer der Anwendung des amperometrischen Messprinzips weitere Möglichkeiten der Messung des Enzymumsatzes. Für eine barometrische Erfassung des Sauerstoffverbrauches wird der gashaltige Raum mit einem Drucksensor verbunden. Der hierdurch gegebene kleine Druckmeßraum läßt sich durch ein Mikroventil zeitweise von der Atmosphäre abschließen. Danach erzeugt der Sauerstoffverbrauch eine Abnahme des Gasdruckes, dessen Geschwindigkeit von der Konzentration des Analyten abhängt. Bei geschlossenem Ventil sinkt der Sauerstoffpartialdruck im Druckmeßraum auf einen Wert von nahe Null, danach ist der Analytverbrauch stark verlangsamt. Durch Öffnen des Mikroventils vor dem nächsten Meßzyklus wird der Druckmessraum wieder mit Sauerstoff angereichert. Eine kontinuierliche barometrische Detektion läßt sich durch Einführung eines auf die Reaktionsgeschwindigkeit abgestimmten Gasdiffusionswiderstandes zwischen dem Druckmeßraum und der Atmosphäre erreichen. Wird das Lumen des Druckmeßraumes durch eine feine Pore oder Kapillare mit der Atmosphäre verbunden, ist die Druckdifferenz zur Atmosphäre dem Analytumsatz im steady state proportional. Ist das Lumen des Druckmessraumes ausreichend klein, reagiert die Druckabnahme mit geringer Übergangszeit auf Änderungen des Analytumsatzes.
Es bestehen prinzipiell weitere Möglichkeiten zur Messung des Umsatzes der Oxidase in einem eingetauchten oder implantierten Sensor, beispielsweise durch Erfassung der Sauerstoffkonzentration in einem externen Gasanalyseraum. Zur Gewährleistung einer kontinuierlichen Gasströmung durch den gashaltigen Kanal im Tauchsensor und den nachgeschalteten äußeren Gasanalyseraum können Mikrodialysesonden mit in der Hohlfasermembran immobilisierter Oxidase eingesetzt werden. Wegen des geringen Konvektionswiderstandes langsam strömender Gase können sehr enge Kapillaren verwendet und der Gasanalyseraum in einer gewissen Entfernung vom eigentlichen Tauchsensor oder implantierbaren Sensor angebracht werden. Zur Analyse des Gasumsatzes, z. B. der Abnahme des Sauerstoffgehaltes oder der Bildung flüchtiger Reaktionsprodukte wie des Wasserstoffperoxids, können elektrochemische oder optische Meßvorrichtungen eingesetzt werden.
Nachfolgend wird die Erfindung anhand von Ausführungsbeispielen erläutert. An den Ausführungsbeispielen offenbar werdende Merkmale bilden je einzeln und in jeder Merkmalskombination einschließlich jeder aus mehreren Ausführungsbeispielen gebildeten Merkmalskombination, d. h. einer Kombination von einem oder mehreren Merkmalen eines Ausführungsbeispiels mit einem oder mehreren Merkmalen eines anderen Ausführungsbeispiels, die Gegenstände der Ansprüche in bevorzugte Richtungen weiter.
Beispiel 1
Durch 20 cm lange Segmente einer Hohlfaser aus regenerierter Zellulose (Kunstfaserwerk Pirna, Deutschland) mit einem Innendurchmesser von 180 µm und einem Außendurchmesser von etwa 210 µm wird eine Lösung aus Glucoseoxidase und Katalase (je 0.3%), Serumalbumin (2%) und Natriumalginat (2%) in Ammoniumhydrogen­ carbonatlösung (pH 7,8) hindurchgesaugt. Die auf der Innenseite des Lumens haftende Enzymschicht wird anschließend in einer mit Wasserdampf und Glutaraldehyd gesättigten Atmosphäre vernetzt. Die Hohlfaser wird in glycinhaltigem und später in glycerolhaltigem Wasser gewaschen und in der Kälte an der Luft getrocknet. Anschließend werden die Hohlfasern in 1,5 cm lange Segmente zerteilt. Für die Herstellung eines Sensors wird ein derartiges Segment in spezielle 1.8 cm lange Edelstahlkanülen mit passendem Durchmesser, beispielsweise einem Innendurchmesser von ca. 0.25 mm und einem Außendurchmesser von ca. 0.35 mm, eingeführt. Die Kanülen besitzen im apikalen, etwa 1,3 cm langen Abschnitt Poren, deren Größe und Abstand so berechnet ist, daß ein definierter Diffusionswiderstand für Glucose im Bereich von 50 bis 100 sµl-3 erzielt wird. Wird die Enzymreaktion durch diesen Widerstand begrenzt, ergibt sich bei einer Konzentration von 5 mmol/l ein Analytverbrauch von 3 bis 6 nmol/min, der bei amperometrischer Detektion einen Reaktionsstrom im Mikroampere-Bereich erzeugen würde. Der so eingestellte Glucose-Verbrauch, der etwa dem Glucose-Entzug bei der Mikrodialyse mit einer Flußrate von 5 µl pro Stunde entspricht, verursacht noch keine Herabsetzung der Glucosekonzentration in der Umgebung der Hohlfaser. An der Kanülenspitze und an der Basis bis zu den Schlitzen wird die Hohlfaser mit selbsthärtendem Polyacrylatklebstoff dichtend befestigt und das Lumen an der Spitze verschlossen; es bleibt an der Basis offen. Um das Eindringen von Flüssigkeit in das Lumen der Hohlfaser zu verhindern, wird das Hohlfaserlumen mit feinen hydrophoben Fasern gefüllt. Die Kanüle wird mit der offenen Basis an den Meßraum eines Mikrodrucksensors (Meßbereich 200 mbar) angeschlossen. Der Meßraum des Drucksensors besitzt ein Volumen von ca. 1 µl. Das gasgefüllte Lumen der Hohlfaser hat ein Volumen von ca. 0.5 µl. Der Messraum des Drucksensors und die Atmosphäre sind durch eine feine Kanüle verbunden, die einen Gasdiffusionswiderstand von 100 sµl-1 erzeugt. Wird der Sensor in eine glucosehaltige Lösung mit Glucosekonzentrationen zwischen 1 und 30 mmoll-1 eingeführt, bewirkt der äussere Glucose-Diffusionswiderstand eine Limitation des konzentrationsabhängigen Glucoseverbrauchs auf 0.6 bis 36 nmolmin-1 bzw. auf 15 bis 600 nl/min. Der Gasdiffusionswiderstand bewirkt einen Druckabfall gegenüber der Atmosphäre. Bei einer Konzentration von 5 mmol/l bzw. einem Sauerstoffverbrauch von etwa 100 nl min-1 beträgt diese Druckabnahme ca. 20 mbar und ist damit genau erfaßbar. Da der Sauerstoffgehalt des Meßraumes sehr gering ist, beispielsweise ca. 10 nmol, werden Veränderungen in der Umsatzrate mit einer Verzögerung unter 3 min registriert. Die Empfindlichkeit des Sensors kann dadurch gesteigert werden, daß der Drucksensor und der Meßraum über den Gasdiffusionswiderstand mit einem Sauerstoffreservoir von vorzugsweise etwa 10 bis 20 ml verbunden wird, welches mit reinem Sauerstoff gefüllt ist. Ein leichter Überdruck in diesem Sauerstoffreservoir von vorzugsweise ca. 300 mbar gegenüber dem Atmosphärendruck verhindert das Eindringen von Wasser in das Hohlfaserlumen, wodurch die Einführung von Fasern oder Partikeln unnötig wird.
Beispiel 2
Ein Tauchsensor nach dem zweiten Ausführungsbeispiel ist in der Figur dargestellt.
Der Grundkörper 7 des Sensors ist stabförmig und besteht aus isolierendem Kunststoff mit parallel liegenden Edelmetallelektroden 5, die in zwei Vertiefungen enden, welche auf gegenüberliegenden Seiten des Körpers 7 liegen und Enzymschichten 1 enthalten. Ein Raum 6 zwischen den Elektroden 5 und den Enzymschichten 1 kann gashaltig und gasleitend gestaltet werden, indem er mit einem porösen, hydrophoben Material, z. B. Polypropylenschaum, gefüllt ist, oder er ist mit dem Kunststoffmaterial des Grundkörpers 7 ausgefüllt. Die Enzymschichten 1 sind je mit einer dünnen für den Analyten und Salze undurchlässigen Membran 2 bedeckt. Für den Fall, dass der Raum 6 zwischen den Enzymschichten 1 mit Kunststoff ausgefüllt ist, ist die oberflächliche Membran 2 sauerstoffdurchlässig. Von der Seite führen in definiertem Abstand enge wasserhaltige Diffusionskanäle 3 von der Enzymschicht 1 zur Sensoroberfläche. Sie enden in einer außerhalb des Membranbereiches 1, 2 liegenden porösen Schicht 4 aus regenerierter Zellulose, welche eine Molekülgrößenausschlussgrenze für Proteine im Bereich von 5 bis 10 kDa besitzt.
Das Verhältnis (Q) der Diffusionwiderstände für den Analyten (Ra) und den Sauerstoff (Ro) ergibt sich bei membrankontrollierter Sauerstoffdiffusion aus einem Geometriefaktor (G) und dem Verhältnis zwischen den Diffusionskoeffizienten des Sauerstoffs in der Membran (Do) und dem Diffusionskoeffizienten des Analyten in den Diffusionskanälen (Da). Da unterscheidet sich wenig von dem Diffusionskoeffizienten des Analyten in Wasser.
Q = Ra/RO = G × Do/Da.
Der Geometriefaktor G berechnet sich aus der Fläche (Am) und der Stärke (dm) der sauerstoffdurchlässigen Membran 2 sowie der Summe der Länge (dk) und der Summe der Querschnittsflächen (Ak) der Diffusionskanäle 3 für den Analyten.
Es ergeben sich mehrere Freiheitsgrade, insbesondere Anzahl der Kanäle 3, Längen und Querschnitte der Kanäle 3, Dicke der sauerstoffdurchlässigen Membran 2 und Diffusionskoeffizient des Membranmaterials, um das Verhältnis Q an die Meßaufgabe anzupassen. Es ist zu berücksichtigen, dass bei einer Kanallänge von mehr als 0.3 mm der Zeitbedarf für die Einstellung des steady states der Analytdiffusion einige Minuten erreicht. Da die Kanalquerschnittsfläche klein gegenüber der Fläche der äußeren Schicht aus regenerierter Zellulose ist, wird der Konzentrationsgradient des Analyten ausserhalb der Sensoroberfläche stark abgeflacht und der gesamte Diffusionswiderstand für den Analyten unempfindlich gegenüber Materialauflagerung an der Sensoroberfläche.

Claims (16)

1. Verfahren zur Messung der Konzentration wenigstens eines Analyten mit Hilfe einer in oder an einem Tauchsensor immobilisierten analytspezifischen Oxidase, wobei der für die Oxidation des Analyten benötigte Sauerstoff aus einem gasgefüllten Raum (6) von innen direkt oder über eine sauerstoffdurchlässige Membran von innen in den Enzymbereich (1) diffundiert.
2. Verfahren nach Anspruch 1, bei dem der Analyt durch mindestens einen diffusionslimitierenden, wasserhaltigen Kanal (3) von einer Oberfläche des Sensors in den Enzymbereich (1) diffundiert.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, bei dem Sauerstoff aus der Atmosphäre oder einem Sauerstoffreservoir in den gasgefüllten Raum (6) geführt wird.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei welchem der mit der Enzymreaktion verbundene Sauerstoffverbrauch durch Druckmessung in der Gasphase detektiert wird.
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 4, bei welchem Wasserstoffperoxid, ein flüchtiges Reaktionsprodukt des Wasserstoffperoxids oder Sauerstoff in einem mit dem gasgefüllten Raum (6) konvektiv oder diffusiv verbundenem externen Gasanalyseraum detektiert wird.
6. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei welchem die Enzymreaktion amperometrisch in dem Enzymbereich (1) gemessen wird.
7. Tauchsensor zur Messung der Konzentration wenigstens eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase, wobei in dem Tauchsensor mindestens ein Raum (6) für gasförmigen Sauerstoff gebildet ist, welcher von innen direkt oder über ein sauerstoffdurchlässiges Material an den vorzugsweise wasserhaltigen Enzymbereich (1) grenzt.
8. Tauchsensor nach dem vorhergehenden Anspruch, bei dem der Raum (6) für den Sauerstoff mit der Atmosphäre oder einem sauerstoffhaltigen Gasreservoir verbunden ist.
9. Tauchsensor nach dem vorhergehenden Anspruch, wobei das Gasreservoir und der Raum für den Sauerstoff einen Überdruck gegenüber dem Atmosphärendruck aufweisen.
10. Tauchsensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei der Raum für den Sauerstoff hydrophobe Festoffoberflächen, die eine Benetzungsbarriere für wässrige Lösungen und Wasser erzeugen, enthält.
11. Tauchsensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei der Raum für den Sauerstoff durch eine poröse Folie aus Polypropylen ausgefüllt ist.
12. Tauchsensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei der Enzymbereich (1) sich an oder in der Wand einer Hohlfaser befindet.
13. Tauchsensor nach wenigstens einem der Ansprüche 7 bis 12, wobei der Tauchsensor die Oxidase in einem Enzymbereich (1) aufweist, der von einem für den Analyten undurchlässigen Material bedeckt ist und über mindestens einen wasserhaltigen, für den Analyten durchlässigen, aber auf Grund seiner Geometrie diffusionslimitierenden Kanal (3) mit einer Sensoroberfläche verbunden ist.
14. Tauchsensor nach dem vorhergehenden Anspruch, wobei der mindestens eine diffusionslimitierende Kanal (3) durch unpermeables Material des Tauchsensors führt.
15. Tauchsensor nach einem der zwei vorhergehenden Ansprüche, wobei der mindestens eine diffusionslimitierende Kanal (3) an oder nahe bei der Oberfläche des Sensors mit einem porösen, für Proteine undurchlässigen Stoff gefüllt ist.
16. Tauchsensor nach einem der drei vorhergehenden Ansprüche, wobei der Kanal (3) an der Sensoroberfläche in eine für Proteine undurchlässige hydrophile Schicht übergeht und/oder der Kanalquerschnitt an der Oberfläche des Sensors größer als im diffusionslimitierenden Teil ist.
DE10119036A 2001-04-18 2001-04-18 Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase Expired - Fee Related DE10119036C1 (de)

Priority Applications (4)

Application Number Priority Date Filing Date Title
DE10119036A DE10119036C1 (de) 2001-04-18 2001-04-18 Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase
PCT/CH2002/000209 WO2002083930A2 (de) 2001-04-18 2002-04-15 Tauchsensor zur messung der konzentration eines analyten mit hilfe einer oxidase
US10/687,529 US7335286B2 (en) 2001-04-18 2003-10-16 Immersion sensor for measuring the concentration of an analyte with the help of an oxidase
US12/032,456 US8017314B2 (en) 2001-04-18 2008-02-15 Immersion sensor for measuring the concentration of an analyte with the help of an oxidase

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
DE10119036A DE10119036C1 (de) 2001-04-18 2001-04-18 Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase

Publications (1)

Publication Number Publication Date
DE10119036C1 true DE10119036C1 (de) 2002-12-12

Family

ID=7681874

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
DE10119036A Expired - Fee Related DE10119036C1 (de) 2001-04-18 2001-04-18 Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase

Country Status (3)

Country Link
US (2) US7335286B2 (de)
DE (1) DE10119036C1 (de)
WO (1) WO2002083930A2 (de)

Families Citing this family (36)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US8527026B2 (en) 1997-03-04 2013-09-03 Dexcom, Inc. Device and method for determining analyte levels
US6001067A (en) 1997-03-04 1999-12-14 Shults; Mark C. Device and method for determining analyte levels
DE10119036C1 (de) * 2001-04-18 2002-12-12 Disetronic Licensing Ag Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase
US20030032874A1 (en) * 2001-07-27 2003-02-13 Dexcom, Inc. Sensor head for use with implantable devices
US7828728B2 (en) * 2003-07-25 2010-11-09 Dexcom, Inc. Analyte sensor
US7613491B2 (en) 2002-05-22 2009-11-03 Dexcom, Inc. Silicone based membranes for use in implantable glucose sensors
US8364229B2 (en) 2003-07-25 2013-01-29 Dexcom, Inc. Analyte sensors having a signal-to-noise ratio substantially unaffected by non-constant noise
US7226978B2 (en) 2002-05-22 2007-06-05 Dexcom, Inc. Techniques to improve polyurethane membranes for implantable glucose sensors
US9763609B2 (en) 2003-07-25 2017-09-19 Dexcom, Inc. Analyte sensors having a signal-to-noise ratio substantially unaffected by non-constant noise
JP4708342B2 (ja) 2003-07-25 2011-06-22 デックスコム・インコーポレーテッド 埋設可能な装置に用いる酸素増大膜システム
US7761130B2 (en) 2003-07-25 2010-07-20 Dexcom, Inc. Dual electrode system for a continuous analyte sensor
US7920906B2 (en) 2005-03-10 2011-04-05 Dexcom, Inc. System and methods for processing analyte sensor data for sensor calibration
US20050090607A1 (en) * 2003-10-28 2005-04-28 Dexcom, Inc. Silicone composition for biocompatible membrane
US9247900B2 (en) 2004-07-13 2016-02-02 Dexcom, Inc. Analyte sensor
ATE480761T1 (de) 2003-12-05 2010-09-15 Dexcom Inc Kalibrationsmethoden für einen kontinuierlich arbeitenden analytsensor
US8423114B2 (en) 2006-10-04 2013-04-16 Dexcom, Inc. Dual electrode system for a continuous analyte sensor
US11633133B2 (en) 2003-12-05 2023-04-25 Dexcom, Inc. Dual electrode system for a continuous analyte sensor
US8277713B2 (en) 2004-05-03 2012-10-02 Dexcom, Inc. Implantable analyte sensor
US7713574B2 (en) 2004-07-13 2010-05-11 Dexcom, Inc. Transcutaneous analyte sensor
US20060270922A1 (en) 2004-07-13 2006-11-30 Brauker James H Analyte sensor
US8744546B2 (en) 2005-05-05 2014-06-03 Dexcom, Inc. Cellulosic-based resistance domain for an analyte sensor
ATE416526T1 (de) * 2006-08-25 2008-12-15 Alcatel Lucent Digitalsignalempfänger mit q-faktorüberwachung
US20200037874A1 (en) 2007-05-18 2020-02-06 Dexcom, Inc. Analyte sensors having a signal-to-noise ratio substantially unaffected by non-constant noise
IES20070774A2 (en) * 2007-10-24 2008-12-24 Nat Univ Ireland Maynooth Monitoring target endogenous species in the brain
US8583204B2 (en) 2008-03-28 2013-11-12 Dexcom, Inc. Polymer membranes for continuous analyte sensors
US11730407B2 (en) 2008-03-28 2023-08-22 Dexcom, Inc. Polymer membranes for continuous analyte sensors
US8682408B2 (en) 2008-03-28 2014-03-25 Dexcom, Inc. Polymer membranes for continuous analyte sensors
WO2010033724A2 (en) 2008-09-19 2010-03-25 Dexcom, Inc. Particle-containing membrane and particulate electrode for analyte sensors
JP6412027B2 (ja) 2013-03-15 2018-10-24 エフ．ホフマン−ラ ロシュ アーゲーＦ． Ｈｏｆｆｍａｎｎ−Ｌａ Ｒｏｃｈｅ Ａｋｔｉｅｎｇｅｓｅｌｌｓｃｈａｆｔ 分析物のフェイルセーフ電気化学的測定の方法、並びにそれを組み込んだデバイス、装置及びシステム
CN105247356B (zh) 2013-03-15 2017-11-07 豪夫迈·罗氏有限公司 使用来自电化学分析物测量中的恢复脉冲的信息的方法以及合并所述方法的设备、装置和系统
CN105247357B (zh) 2013-03-15 2017-12-12 豪夫迈·罗氏有限公司 在电化学测量期间检测高抗氧化剂水平和从中对分析物浓度防故障的方法及结合其的设备、装置和系统
JP6356705B2 (ja) 2013-03-15 2018-07-11 エフ．ホフマン−ラ ロシュ アーゲーＦ． Ｈｏｆｆｍａｎｎ−Ｌａ Ｒｏｃｈｅ Ａｋｔｉｅｎｇｅｓｅｌｌｓｃｈａｆｔ バイオセンサ・アルゴリズムを構築に用いるスケーリング・データの方法ならびにデバイス、装置およびシステム
PL3216076T3 (pl) 2014-11-03 2024-05-27 F. Hoffmann-La Roche Ag Sposób wykorzystania elektrochemicznych elementów testowych mających układy kilku elektrod
WO2016196516A1 (en) 2015-06-03 2016-12-08 William Kenneth Ward Measurement of glucose in an insulin delivery catheter by minimizing the adverse effects of insulin preservatives
KR102372113B1 (ko) 2016-10-05 2022-03-07 에프. 호프만-라 로슈 아게 다중 분석물 진단 테스트 엘리먼트들을 위한 검출 시약들 및 전극 배열들, 그리고 그것을 사용하는 방법들
US11525764B2 (en) 2017-09-12 2022-12-13 Pepsico, Inc. Device for quantitative measurement of particle properties

Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5431160A (en) * 1989-07-19 1995-07-11 University Of New Mexico Miniature implantable refillable glucose sensor and material therefor
DE19507107C1 (de) * 1995-03-01 1996-08-14 Meinhard Prof Dr Knoll Implantierbares Sensorsystem zur Bestimmung von Stoffkonzentrationen in lebenden Organismen
DE19545130A1 (de) * 1995-12-04 1997-06-05 Karl Prof Dr Cammann Verfahren und Vorrichtungen für ein modulares Mikrosystem für hochgenaue chemische Schnell-Analysen und Verfahren zur Herstellung
WO1999029230A1 (en) * 1997-12-05 1999-06-17 E. Heller & Company Blood analyte monitoring through subcutaneous measurement
US6001067A (en) * 1997-03-04 1999-12-14 Shults; Mark C. Device and method for determining analyte levels
WO2001013784A1 (en) * 1999-08-25 2001-03-01 Iit Limited Analytical apparatus and systems

Family Cites Families (15)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US4680268A (en) * 1985-09-18 1987-07-14 Children's Hospital Medical Center Implantable gas-containing biosensor and method for measuring an analyte such as glucose
US4839296A (en) * 1985-10-18 1989-06-13 Chem-Elec, Inc. Blood plasma test method
US4750496A (en) * 1987-01-28 1988-06-14 Xienta, Inc. Method and apparatus for measuring blood glucose concentration
US5200051A (en) * 1988-11-14 1993-04-06 I-Stat Corporation Wholly microfabricated biosensors and process for the manufacture and use thereof
US5250419A (en) * 1988-12-16 1993-10-05 L'oreal Method for the direct measurement of at least one chemical parameter of skin using a biosensor
US5322063A (en) * 1991-10-04 1994-06-21 Eli Lilly And Company Hydrophilic polyurethane membranes for electrochemical glucose sensors
EP0539625A1 (de) * 1991-10-28 1993-05-05 Dräger Medical Electronics B.V. Elektrochemischer Sensor zur Bestimmung des Glukosegehalts von Flüssigkeiten
EP0637323B1 (de) 1992-04-24 1998-08-19 The Polymer Technology Group, Inc. Copolymere, sowie daraus hergestellte nichtporöse halbdurchlässige membranen und ihre verwendung zum filtern von molekülen in einem vorgegebenen molekulargewichtbereich
JPH0634596A (ja) * 1992-07-20 1994-02-08 Fujitsu Ltd 酸素電極、バイオセンサ、及び、その製造方法
IE72524B1 (en) * 1994-11-04 1997-04-23 Elan Med Tech Analyte-controlled liquid delivery device and analyte monitor
WO1997015827A1 (en) * 1995-10-25 1997-05-01 Wilkins Ebtisam S Coated wire sensor
DE19547923A1 (de) 1995-12-08 1999-11-25 Peter U Abel Membran und Anordnung für definierten Analyt-Transfer
US6030827A (en) * 1998-01-23 2000-02-29 I-Stat Corporation Microfabricated aperture-based sensor
US20030036052A1 (en) * 1999-07-09 2003-02-20 Regents Of The University Of California Sensor for analyzing components of fluids
DE10119036C1 (de) 2001-04-18 2002-12-12 Disetronic Licensing Ag Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase

Patent Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5431160A (en) * 1989-07-19 1995-07-11 University Of New Mexico Miniature implantable refillable glucose sensor and material therefor
DE19507107C1 (de) * 1995-03-01 1996-08-14 Meinhard Prof Dr Knoll Implantierbares Sensorsystem zur Bestimmung von Stoffkonzentrationen in lebenden Organismen
DE19545130A1 (de) * 1995-12-04 1997-06-05 Karl Prof Dr Cammann Verfahren und Vorrichtungen für ein modulares Mikrosystem für hochgenaue chemische Schnell-Analysen und Verfahren zur Herstellung
US6001067A (en) * 1997-03-04 1999-12-14 Shults; Mark C. Device and method for determining analyte levels
WO1999029230A1 (en) * 1997-12-05 1999-06-17 E. Heller & Company Blood analyte monitoring through subcutaneous measurement
WO2001013784A1 (en) * 1999-08-25 2001-03-01 Iit Limited Analytical apparatus and systems

Also Published As

Publication number Publication date
US8017314B2 (en) 2011-09-13
US20080182286A1 (en) 2008-07-31
US7335286B2 (en) 2008-02-26
WO2002083930A2 (de) 2002-10-24
WO2002083930A3 (de) 2003-11-27
US20040229302A1 (en) 2004-11-18

Similar Documents

Publication Publication Date Title
DE10119036C1 (de) Tauchsensor zur Messung der Konzentration eines Analyten mit Hilfe einer Oxidase
EP0470290B1 (de) Elektrochemisch-enzymatischer Sensor
DE69323205T2 (de) Gasdurchlässige Membranen für amperometrische Gaselektroden und deren Gebrauch
DE19621241C2 (de) Membranelektrode zur Messung der Glucosekonzentration in Flüssigkeiten
DE69025470T2 (de) Elektrische enzymfühlerelektrode sowie deren herstellungsverfahren
EP3282250B1 (de) Elektrochemischer sensor zur ermittlung einer analyt-konzentration
DE60112733T2 (de) Schnell Ansprechender Glucose Sensor
DE60215497T2 (de) Analytische instrumente und biosensoren sowie verfahren zur erhöhung ihrer genauigkeit und einsatzdauer
DE2911943A1 (de) Elektrochemisches durchflussystem
DE10010587A1 (de) System zur Bestimmung von Analytkonzentrationen in Körperflüssigkeiten
DE3805773A1 (de) Enzymelektrodensensoren
DE4130742A1 (de) Verfahren und anordnung zur bestimmung der konzentration von inhaltsstoffen in koerperfluessigkeiten
DE19848112C2 (de) Minimalinvasives Sensorsystem
DE69304922T2 (de) Sensor-vorrichtungen
DE4410224C2 (de) Miniaturisiertes Durchfluß-Analysesystem
EP0141178B1 (de) Anordnung zum Messen der Konzentration eines Stoffes
DE69717271T2 (de) Polarographischer sensor
WO2019238751A1 (de) Biosensor und verfahren zum herstellen eines solchen
DE69331150T2 (de) Peroxydase/goldkolloid/oxidase-biosensoren zur mediatorlosen glukosebestimmung
DE3736910A1 (de) Sensor
EP0560469B1 (de) Sandwich-Membran für Biosensoren und deren Verwendung
DE3537915A1 (de) Verfahren zur elektrochemischen wasserstoffmessung
DE69128354T2 (de) Enzymelektroden wobei das enzym in liposomen eingeschlossen ist
EP1929938A1 (de) Vorrichtung zur Messung des Partialdrucks von Kohlendioxid
WO2005059534A1 (de) Nachfüllbare mikrosonde

Legal Events

Date Code Title Description
8100 Publication of patent without earlier publication of application
D1 Grant (no unexamined application published) patent law 81
8364 No opposition during term of opposition
R082 Change of representative

Representative=s name: SCHWABE SANDMAIR MARX, DE

R081 Change of applicant/patentee

Owner name: ROCHE DIAGNOSTICS GMBH, DE

Free format text: FORMER OWNER: DISETRONIC LICENSING AG, BURGDORF, CH

Effective date: 20120612

R082 Change of representative

Representative=s name: SCHWABE SANDMAIR MARX, DE

Effective date: 20120612

R119 Application deemed withdrawn, or ip right lapsed, due to non-payment of renewal fee
R119 Application deemed withdrawn, or ip right lapsed, due to non-payment of renewal fee

Effective date: 20141101