Tumormarker und ihre Verwendung zur Diagnose und Therapie von Tumorerkrankungen
Die Erfindung betrifft die Verwendung von Markern zur Detektion von Tumoren und zur Therapie von Tumorerkrankungen. Es konnten die folgenden Proteine als Mittel für die Krebsrisikoabschätzung, die Diagnose und die Therapie von Tumoren oder Karzinomen identifiziert werden: Typ II Membranprotein NP 055070 (jeweils Swiss-Prot. Nummer) , NHP2-ähnliches Protein 1 P55769, pre-mRNA cleavage factor Im (25kD) NP008937, Lysyl-tRNA Synthetase Q15046, UNR-interagierendes Protein Q9Y3F4, nuklearer Transportfaktor 2 P13662, Erytrozytenphosphatasel Isoenzyme F P24666, Prefoldin Untereinheit 2 Q9UHV9, heterogenes nukleares Ribonucleoprotein C1/C2 P07910, transitionale endoplasmische Retikulum-ATPase P55072, bifunktionelle Methylenetetrahydrofolsäure Dehydrogenase P13995, 47 kDa Hitzeschockprotein Vorstufe P29043, Ubichinol-Cytochrom C Reductasekomplex core Protein P31930, deren Fragmente, gegen diese gerichtete ErkennungsSubstanzen und/oder diese codierende Nucleinsäuren.
Bei einem Tumor handelt es sich um eine örtlich umschriebene Zunahme von Gewebevolumen, wobei im weiteren Sinne jede lokalisierte Anschwellung durch Ödeme, durch akute oder chronische Entzündungen oder ähnliches als Tumor bezeichnet werden kann. Im engeren Sinne werden jedoch nur gewebliche Neubildungen, wie Blastom oder Neoplasie, in Form eines spontanen, verschiedengradig enthemmten, autonomen und irreversiblen ÜberschussWachstums von körpereigenem Gewebe als Tumor verstanden, wobei das Tumorwachstum mit einem Verlust von spezifischen Zeil- und Gewebefunktionen verbunden ist.Die Tumore können nach ihrem
biologischen Verhalten, nach einer histogenetischen Systematik bzw. nach klinischen und pathologischen Befunden eingeteilt werden.
Im klinischen Bereich ist es erforderlich, Tumore möglichst frühzeitig und selektiv zu erkennen, da eine frühzeitige Erkennung und die dann folgende Entfernung sicherstellt, dass die Geschwulst erfolgreich entfernt werden kann, ohne dass die befallenen Organe zu sehr deformiert werden und sich Metastasen bilden können. Auch bei Folgeuntersuchungen nach einer Krebsoperation müssen kleinste Metastasen frühzeitig detektiert werden können, um die weitere Nachbehandlung zu optimieren. Für einige Bereiche der Arbeitsmedizin ist es weiterhin notwendig, zu bestimmen, ob ein Gewebe oder ein Organ eine potentielle Krebsanfälligkeit zeigt, ohne bereits entartet oder transformiert zu sein.
Die einfachste Methode einen Tumor zu erkennen sind Tasten und Schauen. So ist zum Beispiel das Mamakarzinom als Knoten in der Brust ertastbar. Hinweise auf Hautkrebs sind durch auffällige Muttermale durch den Arzt optisch zu erkennen. Andere optische Verfahren sind die bildgebenden Methoden. Hier werden mit Hilfe von Apparaten Bilder vom Körper aufgenommen, auf denen ein Tumor erkennbar ist. Zu diesen Methoden zählen zum Beispiel: Röntgen sowie Computer-Tomographie (CT) . Bei beiden Methoden wird der Körper mit Röntgenstrahlen durchleuchtet, wobei die entarteten Gewebestrukturen erkennbar sind. Mit Hilfe der CT können auch dreidimensionale Bilder aufgenommen werden. Häufig werden bei diesen Methoden auch so genannte Kontrastmittel verwendet, die in die entsprechenden Regionen gespritzt werden und die Absorption erhöhen, wodurch Tumore besser erkennbar sind. Außerdem ist Krebsdiagnose mittels Ultraschall sowie durch die Verwendung radioaktiv markierter Antikörper möglich. Diese
erkennen tumortypische Antigene an den zu untersuchenden Organen, binden dort und können so Tumore erkennbar machen.
Neben den bildgebenden Methoden sind Laboruntersuchungen ein wichtiges Mittel zur Krebsfrüherkennung. Dabei werden Proben von Urin, Blut und auch Gewebeproben auf Abnormalitäten untersucht. Dies können zum einen eine veränderte Zusammensetzung sein, aber auch das Auftreten von Substanzen die normalerweise nicht oder nur in geringen Mengen vorkommen. Diese Substanzen nennt man Tumormarker. Sie werden entweder vom Tumorgewebe selbst produziert oder als Reaktion des Körpers auf den Tumor. Als Tumormarker werden neben Substanzen auch zelluläre Veränderungen bezeichnet, deren qualitative oder quantitative Analyse eine Aussage über das Vorliegen, den Verlauf oder eine Prognose von bösartigen Erkrankungen ermöglicht. Tumormarker sind meist physiologisch vorkommende Substanzen, die gegenüber physiologischen Bedingungen in Serum, Urin oder anderen Körperflüssigkeiten in erhöhter oder erniedrigter Konzentration nachweisbar sind, wobei diese Substanzen im Tumorgewebe synthetisiert und sezerniert und durch Tumorzerfall freigesetzt oder als Reaktion des Organismus auf einen Tumor gebildet werden. Es sind eine Vielzahl von Tumormarkern bekannt: Das Prostata- specific-Antigen (PSA) sowie die Prostatic-Acid-Phosphatase kommen bei Prostata-Karzinomen vor. Alpha-Tetoprotein ist ein Protein, das normalerweise vom Fötus gebildet wird. Wenn es bei Nichtschwangeren oder Männern im Blut nachgewiesen wird, deutet es auf einen Leber- oder Keimbahn-Tumor hin. Die Lactatdehydogenase (LDH) ist ein wichtiges Enzym im menschlichen Körper und kommt in nahezu jedem Gewebe vor. Ein stark erhöhter LDH-Spiegel im Blut kann durch Krebsformen wie zum Beispiel Leukämie hervorgerufen werden. In über 50 % aller Krebsfälle kommt es zur Mutation im p53-Gen, was zur Bildung von p53- Autoantikörper führen kann, die als Hinweis auf
transformierte Zellen nachgewiesen werden können. Zelluläre Tumormarker sind beispielsweise Hormonrezeptoren, Rezeptoren für wachstumsfördernde Substanzen bei Leukämie und Zellmarker, die auf eine vermehrte Expression von 5 onkogenen Genen und ein monoklonales Zellwachstum hindeuten.
Ein Nachteil der bekannten Verfahren zur Detektion von Tumoren ist, dass sämtliche Verfahren, unabhängig davon, ob der Arzt z.B. das Prostata-Karzinom durch Ertasten
10 detektiert oder ob spezifische Antigene zur Detektion auf der Tumoroberfläche genutzt werden, einen Tumor erst dann erkennbar machen, wenn der Tumor eine kritische Größe erreicht hat. Das heißt, frühe Stadien des Tumorwachstums können mit den bekannten Methoden und Mitteln zur
15 Tumordiagnostik einschließlich der Verwendung von Tumormarkern nicht bestimmt werden.
Die Krebsdiagnostik mittels Tumormarker weist weitere Nachteile auf. So können Tumormarker auch bei nicht kanzerogenen Krankheiten auftreten; weiterhin bedeutet ein
20 Nichtvorliegen oder ein Nichtnachweis von Tumormarkern nicht, dass keine Tumorerkrankung vorhanden ist. Ein weiterer Nachteil ist, dass die Tumormarker in der Regel unspezifisch sind. Das bedeutet, dass ein positiver Nachweis nur in seltenen Fällen auf die Art der
25 Tumorerkrankung weist. Weiterhin ist nachteilig, dass mit den bekannten Mitteln und Verfahren nicht bestimmt werden kann, ob ein zurzeit noch gesundes unauffälliges Gewebe zu einem späteren Zeitpunkt entarten kann, das heißt, ob es die Tendenz aufweist, im Laufe seiner Entwicklung vom
30. kontrollierten zum unkontrollierten Zellwachstum zu wechseln. Ein weiterer, ganz entscheidender Nachteil der bekannten Methoden der Tumorfrüherkennung ist außerdem, dass sie nicht zur Verlaufskontrolle der Entwicklung von Tumoren, beispielsweise nach einer Operation, bei der
bestimmte Geschwülste entfernt wurden, verwendet werden können. Sämtlichen bekannten Verfahren zur Tumorfrüherkennung, insbesondere bei Verwendung von Tumormarkern, ist eigen, dass sie nur einen sehr engen Bereich an Tumoren diagnostizieren können, so dass mit einer gewissen Menge an falsch positiven und falsch negativen Ergebnissen gerechnet werden muss.
Aufgabe der Erfindung war es daher, Mittel und Methoden für die Tumordiagnostik und -therapie bereit zu stellen, die die genannten Nachteile nicht aufweisen und insbesondere eine einfache, sichere und kostengünstige Detektion oder Therapie von Tumorerkrankungen erlauben.
Die vorliegende Erfindung löst dieses technische Problem durch die Verwendung von Typ II Membranprotein NP 055070 (jeweils Swiss-Prot. Nummer), NHP2-ähnliches Protein 1 P55769, pre-mRNA cleavage factor Im (25kD) NP008937, Lysyl- tRNA Synthetase Q15046, UNR-interagierendes Protein Q9Y3F4, nuklearer Transportfaktor 2 P13662, Erytrozytenphosphatasel Isoenzyme F P24666, Prefoldin Untereinheit 2 Q9UHV9, heterogenes nukleares Ribonucleoprotein C1/C2 P07910, transitionale endoplasmische Retikulum-ATPase P55072, bifunktionelle Methylenetetrahydrofolsäure Dehydrogenase P13995, 47 kDa Hitzeschockprotein Vorstufe P29043, Ubichinol-Cytochrom C Reductasekomplex core Protein P31930, deren Fragmente, gegen diese gerichtete Erkennungssubstanzen und/oder diese codierende Nucleinsäuren zur Herstellung eines Mittels zur Diagnose, prophylaktische oder therapeutische Behandlung von Tumoren.
Die genannten Proteine gehören funktioneil oder strukturell zu eng in Beziehung stehenden Proteinfamilien. Die Tumormarker gestatten es vorteilhafterweise, Krebs in einem sehr frühen Stadium zu diagnostizieren und auch Aussagen über die zukünftige Entartung bzw. Transformation von bestimmten Geweben zu ermöglichen. Weiterhin können die
genannten Tumormarker zur Verlaufskontrolle der Entwicklung von Tumoren eingesetzt werden. Im Sinne der Erfindung gehören zu den genannten Proteine auch Polypeptide, die zu diesen zu mindestens 80%, zu mindestens 90% und besonders zu mindestens 95%, 97% oder 99% homolog sind. Die Erfindung betrifft auch durch Inversionen, Deletionen, Insertionen und Anlagerungen modifizierte Proteine, sofern zumindest ein Teil der essentiellen Funktionen der Wildtyp-Proteine vorhanden ist. Weiterhin ist es möglich, dass natürliche Aminosäuren durch synthetische Aminosäuren in den Proteinen ausgetauscht werden. Die genannten Proteine betreffen daher sowohl die natürlich vorkommenden Proteine als auch alle Modifikationen, Mutanten oder Derivate, wie mittels Rekombinationstechniken hergestellte Proteine. Ein solches Protein kann auch ungewöhnliche Aminosäuren und/oder Modifikationen, wie eine Alkylierung, Oxidation, Thiol- Modifikation, Denaturierung und Oligomerisation und dergleichen umfassen.
Eine Probe im Sinne der Erfindung ist die Bezeichnung für ein durch Probenentnahme entnommenes biologisches Gut oder ein Teil bzw. eine kleine Menge eines solchen, dessen Beschaffenheit chemisch, biologisch, klinisch öder ähnlich geprüft werden soll . Die Probenentnahme aus dem Patienten bzw. aus gewonnenen humoralen oder zellulären Bestandteilen des Patienten erfolgt insbesondere so, dass die entnommene Teilmenge • einem Durchschnitt der gesamten Menge entspricht . Die durch Untersuchung der Probe ermittelten Merkmale dienen der Beurteilung der durch die Probe erfassten Menge, die Rückschlüsse auf die Gesamtmenge, z.B. ein gesamtes Organ, wie Leber, Milz, Blut oder das Immunsystem, zulässt. Für die Untersuchung können die Proben durch Mischen, Teilen, Zerkleinern, Zugabe von Enzymen oder Markern bzw. anders vorbehandelt werden. Dem Fachmann sind verschiedene Möglichkeiten der Vorbehandlung von Proben bekannt.
Nucleinsäuren im Sinne der Erfindung sind Nucleinsäuren, die entweder die Proteine, die Erkennungssubstanzen oder deren Fragmente codieren. Selbstverständlich ist es möglich, dass die Nucleinsäuren auch hybridisierende Nucleinsäuren sind.
Erkennungssubstanzen im Sinne der Erfindung sind Moleküle, die mit den genannten Proteinen, den sie codierenden Nucleinsäuren oder deren Fragmenten so wechselwirken können, dass eine Detektion der Proteine und/oder der Nucleinsäuren möglich ist. Die Erkennungssubstanzen können insbesondere spezifische Proteine, die die genannten Proteine binden, Antikörper, Fluoreszenzmarker, markierte Kohlenhydrate oder Lipide, Antisense-Konstrukte, cDNA- oder mRNA- Moleküle, deren Fragmente oder dergleichen sein. Es ist selbstverständlich auch möglich, dass die ErkennungsSubstanzen nicht die Proteine, sondern gegen diese gerichtete Antikörper, detektieren. Die Erkennungssubstanzen wären in diesem Fall z.B. sekundäre Antikörper . Die Erfindung betrifft auch ein Verfahren zur Detektion von Tumoren in der biologischen Probe eines Patienten, wobei in der Probe ein Level von mindestens einem der Proteine ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Typ II Membranprotein NP 055070 (jeweils Swiss-Prot. Nummer) , NHP2-ähnliches Protein 1 P55769, pre-mRNA cleavage factor Im (25kD) NP008937, Lysyl-tRNA Synthetase Q15046, UNR- interagierendes Protein Q9Y3F4, nuklearer Transportfaktor 2 P13662, Erytrozytenphosphatasel Isoenzyme F P24666, Prefoldin Untereinheit 2 Q9UHV9, heterogenes nukleares Ribonucleoprotein C1/C2 P07910, transitionale endoplasmische Retikulum-ATPase P55072, bifunktionelle Methylenetetrahydrofolsäure Dehydrogenase P13995, 47 kDa Hitzeschockprotein Vorstufe P29043, Ubichinol-Cytochrom C Reductasekomplex core Protein P31930, deren Fragmente,
gegen diese gerichtete ErkennungsSubstanzen und/oder diese codierende Nucleinsäuren mit einem Kontroll-Level einer Kontrollprobe von einem gesunden Patienten verglichen und der Tumor anhand des modifizierten Levels in der Probe im Vergleich zu dem Kontroll-Level detektiert wird. Gesund im Sinne der Erfindung muss nicht die völlige Abwesenheit von Krankheiten oder pathogenen Veränderungen bedeuten. Der gesunde Patient stellt entweder einen einzelnen Patienten oder eine Durchschnittsmenge von Patienten dar, die als Vergleichsgruppe dergestalt dienen können, dass eine Veränderung des Levels der genannten Tumormarker bestimmt werden kann. Eine Modifikation des Levels im Vergleich zum Kontroll-Level heißt, dass die genannten Tumormarker in ihrer Konzentration oder Aktivität als Protein, als Nucleinsäure oder als Antikörper Veränderungen gegenüber einem Kontroll-Level aufweisen.
In einer besonderen Ausführungsform der Erfindung wird der Level als eine Proteinkonzentration, eine Proteinaktivität, eine Konzentration von Isoformen, eine DNA-, eine RNA- Konzentration, eine Genexpression und/oder eine Kopienanzahl einer Nucleinsäure, die für eines der Proteine codiert, bestimmt. Mit Vorteil kann der Fachmann verschiedene Möglichkeiten wählen, um den Level der Tumormarker zu bestimmen. Eine Möglichkeit ist beispielsweise die Bestimmung der Proteinkonzentration mit spektrographischen Methoden. Es ist jedoch auch möglich, den Level auf der RNA- bzw. DNA-Ebene zu bestimmen oder beispielsweise über die Aktivität der einzelnen Proteine. Es ist selbstverständlich auch möglich, dass der Tumormarker nur im Tumor vorkommt bzw. dort abwesend ist.
In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der Erfindung wird die Probe mit einer ErkennungsSubstanz von mindestens einem der genannten Proteine in Kontakt gebracht und die Bindung der Erkennungssubstanz an das Protein bestimmt.
Erkennungssubstanzen, die mit Vorteil eingesetzt werden können, sind beispielsweise Antikörper, die gegen das Protein gerichtet sind bzw. Antisense-Konstrukte die die Proteine selbst bzw. die Nucleinsäuren, die diese Proteine codieren, binden können. Die Antikörper, die Antisense- Konstrukte oder als ErkennungsSubstanz einzusetzende andere Moleküle können hierbei markiert oder nicht markiert vorliegen, wobei eine Markierung beispielsweise mit Fluoreszenzmarkern möglich ist. Es ist jedoch mit Vorteil auch möglich, nicht markierte Substanzen einzusetzen. Dem Fachmann sind verschiedene Möglichkeiten bekannt, die Wechselwirkung von ErkennungsSubstanzen und Proteinen bzw. den sie codierenden Nucleinsäuren zu bestimmen. Es ist jedoch auch möglich, dass die Proteine anhand der Antikörper, die gegen sie gerichtet sind, bestimmt werden. Hierbei würde ein zweiter Antikörper, ein sogenannter Sekundärantikörper, den ursprünglich das Protein bindenden Antikörper binden und so detektieren.
Die Erfindung betrifft auch ein Verfahren zur Behandlung von Tumoren, wobei der Level der Proteine, der ErkennungsSubstanzen und/oder der Nucleinsäuren modifiziert wird. Dem Fachmann sind verschiedene Möglichkeiten bekannt, den Level der genannten Substanzen oder Moleküle zu modifizieren. Der Level von Proteinen kann beispielsweise erhöht oder erniedrigt werden. Eine Erhöhung ist beispielsweise dadurch möglich, dass der Nucleinsäure, die das entsprechende Protein codiert, ein zusätzlicher Promoter vorgeschaltet wird bzw. der ursprüngliche Promoter in seiner Aktivität verstärkt wird. Weiterhin ist es möglich, die Kopienanzahl der Nucleinsäuren im entsprechenden Zielgewebe, beispielsweise einem Tumorgewebe, zu erhöhen, wodurch mehr Proteine exprimiert werden. Der Level der genannten Proteine kann jedoch auch erniedrigt werden. Es ist möglich, den Level der Proteine dadurch zu erniedrigen, dass Antisense-Konstrukte, die mit
den Nucleinsäuren, die für die Proteine codieren, wechselwirken, in das entsprechende Tumorgewebe gegeben werden, wodurch die Nucleinsäuren nicht mehr ausreichend abgelesen werden können. Es ist jedoch auch möglich, gegen die Proteine gerichtete Antikörper mit diesen wechselwirken zu lassen, so dass sich die Konzentration der Proteine nicht verändert, jedoch ihre Aktivität unterdrückt wird.
In einer bevorzugten Ausführungsform der Erfindung wird bei der Behandlung von Tumoren der Level von NHP2-ähnlichem Protein 1 P55769, pre-mRNA cleavage factor Im (25kD) NP008937, Lysyl-tRNA Synthetase Q15046, UNR-interagierendes Protein Q9Y3F4, heterogenes nukleares Ribonucleoprotein C1/C2 P07910, transitionale endoplasmische Retikulum-ATPase P55072, 47 kDa Hitzeschockprotein Vorstufe P29043 und/oder Ubichinol-Cytochrom C Reductasekomplex core Protein P31930 reduziert .
In einer weiteren bevorzugten Aus ührungsform der Erfindung wird bei der Behandlung von Tumoren der Level von Typ II II Membranprotein NP 055070, nuklearer Transportfaktor 2 P13662, Erytrozytenphosphatasel Isoenzyme F P24666, Prefoldin Untereinheit 2 Q9UHV9 und/oder bifunktionelle Methylenetetrahydrofolsäure Dehydrogenase P13995 erhöht.
Die Erfindung betrifft auch ein Mittel zur Diagnose und/oder zur Therapie von Tumorerkrankungen, welches die genannten Proteine, Erkennungssubstanzen und die Nucleinsäuren umfasst.
Die Erfindung betrifft auch einen Kit zur Detektion von Tumorzellen, wobei der Kit mindestens eines der genannten Proteine, der Nucleinsäuren und/oder der ErkennungsSubstanzen umfasst.
Die Erfindung soll im Folgenden anhand eines Ausführungsbeispiels näher veranschaulicht werden, ohne sie darauf einzusehränken.
Beispiel 2D-Protein-Gelelektrophorese
Um Informationen über differentiell exprimierte Proteine zu erhalten, wurden die Zelllinien jeweils mit oder ohne Zytostatikum für 24 h behandelt. Die sensiblen parentalen Zellen wurden mit der therapeutisch im Patientenserum erreichten Dosis von 20 ng/ml Mitoxantron bzw. 250 ng/ml Daunorubicin behandelt. Die resistenten Zellen hingegen wurden jeweils für den gleichen Zeitraum mit der 10-fach höheren Konzentration behandelt. Die Zellen wuchsen in 20 cm O Petrischalen und wurden in eiskaltem PBS-EDTA (10 mM EDTA) abgelöst; anhaftende Zellen wurden zusätzlich abgeschabt. Die Proteinbestimmung erfolgte nach Bradford [Bradford 1976] vor der Lyse. Das Zellpellet wurde nach Zentrifugation bei 500 g direkt in 8,3 M Harnstoff,
2 M Thioharnstoff , 100 mM DTT, 4% CHAPS, 2% Servalyt 4-9 (Serva) und einer Spatelspitze Bromphenolblau lysiert.
100 μg Gesamtprotein wurden auf Gelsteifen aufgetragen (pH
3 - 10; Amersham Pharmacia Biotech) und über Nacht bei 50 V fokussiert (insgesamt 80 kVh bei 20 C°) . Die Auftrennung nach dem Molekulargewicht erfolgte in der zweiten Dimension. Hierfür wurden die Streifen 2 x für 15 min in 50 mM Tris pH 8,8 mit 6 M Harnstoff, 2% SDS, 30% Glycerin und 1% DTT inkubiert und im Ettan DALT II Apparat (Amersham Pharmacia Biotech) bei 2,5 W/Gel für 30 min, gefolgt von 19 W/Gel für 6 h, aufgetrennt [Shevchenko, Wilm et al . 1996] . Die kommerziell gegossenen Gele wiesen eine Polyacrylamidkonzentration von T = 12,5% mit einer Kreuzvernetzung von C = 3% auf. Die Silberfärbung der Gele
erfolgte wie von Gharahdaghi, Weinberg et al . 1999 beschrieben.
Abbildung 7 : Beispiel der Proteom-Gelauswertung. Beim Proteingel nach Zytostatik- umgabe wurden die Grau- stufen der Spots durch entsprechende Grünwerte ersetzt und mit 50%iger Transparenz über das zu vergleichende rot gefärbte Gel-Bild gelegt. Überein- anderliegende Spots, die einen Grauwert erbrachten, sind unter beiden zu vergleichenden Bedingungen
gleichstark expri-miert, während grünschimmernde überexprimiert und rotschim-mernde unterexprimiert sind (in der Abbildung mit U bezeichnet) . Gelauswertung
Die Gele wurden anschließend eingescannt und im Computer mit Hilfe des Computerprogramms Adobe Photoshop 5.5 ausgewertet, indem die Bilder als erstes semitransparent gemacht wurden. Ein direkter Vergleich zweier Silbergele wurde erreicht, indem bei dem einen Bild schwarz durch rot ersetzt wurde, bei dem anderen Bild schwarz durch grün. Nach Übereinanderlegen dieser beiden digital veränderten Bilder ergaben gleichgroße Spots einen Grauton (Proteine gleich stark exprimiert) , wohingegen grüne oder rote Spots auf eine Über- bzw. Unterexpression hindeuteten (Abbildung 7) . Die Auswertung erfolgte in kleinen Arealen, in denen die passenden Spots exakt übereinander gelegt werden konnten.
assenspektrometrische Analysen ( ALDITOF)
Stark unterschiedlich exprimierte Proteine wurden massenspektrometrisch analysiert. Dafür wurden die entsprechenden Proteinspots aus dem Gel herausgeschnitten. Die ausgeschnittenen Proteinspots wurden anschließend mit
Trypsin (Promega) angedaut (0,05μg Trypsin pro Spot in 15μl
50mM Ammoniumhydrogencarbonat-Puffer) . Die
Proteinextraktion erfolgte mit dem ZipTip System
(Millipore) , eluiert wurde mit 4μl 50% Acetonitril 0,1% TFA (Trifluor-Essig). Anschließend wurden 0,4μl Probe mit 0,4μl
Matrix (α-cyano-4-hydroxy cinnamic Säure: 5mg/ml in 50%
Acetonitril 50% H20 0,3% TFA) gemischt und 0,8μl auf die
Träger (MALDI-Target) aufgetragen.
Als Apparatur diente der Voyager STR von Applied Biosystems (20kV; Grid Voltage: 70%; Delay 200ns; positive Reflector mode, Low mass gate 580 Da; 5 Spektren a lOOShots wurden gesammelt .
Proteo ics
Auf Proteomebene interessierte uns neben der differentiellen Proteinexpression der beiden resistenten
Linien im Vergleich zu den parentalen Zellen auch die
Folgen der Zytostatikaeinwirkung an sich. Hierfür wurde die parenterale Linie jeweils mit therapeutischen, subletalen
Dosen von 20ng/ml Mitoxantron und 250ng/ml Daunorubicin für 24h behandelt. Diese Dosis entspricht dem therapeutischen
Durchschnittsserumlevel im Patienten. Da die beiden resistenten Linien konstant unter Mitoxantron (200ng/ml) bzw. Daunorubicin (2,5μg/ml) wachsen, interessierte uns ebenfalls, was passiert wenn man für 24h das jeweilige Zytostatikum weglast .
Proteinspots
überexprimiert 37 89 47 57 60 51 unterexprimiert 25 30 20 6 62 61 spezifisch überexprimiert 17 71 2 51 13 38 spezifisch unterexprimiert 16 23 16 3 32 48 untersuchte überexprimierte 13 20 11 3 13 14 untersuchte unterexprimierte 8 7 0 0 14 14 untersuchte spezifisch überexprimiert 1 4 0 0 1 6 untersuchte spezifisch unterexprimiert 0 2 0 0 1 3
Tabelle 6: Übersicht die Menge differentiell exprimierter Proteinspots. Spezifisch über- bzw. unterexprimiert bezeichnet die Proteine, die nur unter der oben angegebenen Bedingung differentiell exprimiert wurden. Abkürzungen: Mito = Mitoxantron, Dauno = Daunorubicin, P = EPG85-257P, RN = EPG85-257RN, RDB = EPG85-257RDB .
Die resultierenden sieben 2D-Protein-Gele zeigten in etwa das gleiche Proteinspottmuster. Pro Gel konnten jeweils ca. 2500 Proteinspots unterschieden werden. Bei der Auswertung zeigten sich geringer Unterschiede bei den Zelllinien ± Zytostatikum, während der Vergleich zwischen den resistenten Linien und der parentalen Linie auffällig mehr Unterschiede zeigten. Die Vergleiche zeigten jeweils ein teils ausgewogenes überwiegend jedoch ein Verhältnis welches zu Gunsten der Überexpression verschoben war:
Reaktionen parentalen Zellen auf Mitoxantron
Herabregulation
Die parentalen Zellen nach Mitoxantronbehandlung wiesen 25 erkennbar herabregulierte Proteinspots auf, von denen 9 auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert wurden (s. Abbildung 25 und Tabellen 6 & 7) . Bis auf einen Spot, wurden alle unter verschiedenen Bedingungen herabregulierte Proteine im MALDITOF untersucht. Fünf dieser Proteine liegen in einem Molekulargewichtsbereich zwischen 19 und 35 kDa (Proteine 1-5) . Die beiden Proteine 40 und 41 liegen hingen im Molekulargewichtsbereich zwischen ca. 130 und 170 kDa, es handelt sich jeweils um das Acyl-CoA bindende Protein, welches für einen reduzierten Fettstoffwechsel steht und für einen reduzierten Zellumsatz (Proliferation) spricht. Das Protein 6 liegt nimmt man die Molekulargewichtsleiter zu Grunde bei 83kDa. Die MALDITOF-Analyse zeigte, dass es sich um das Beta-1-Tubulin mit einem Molekulargewicht von 49,8kDa handelt. Dieses Protein wurde nach weglassen der Erhaltungsdosis Daunorubicin bei den EPF85-257RDB überexprimiert. Leider war eine MALDITOF Proteinbestimmung der Spots 31, 40 und 41 nicht möglich, da die Proteinmenge nicht ausreichte . Mit Ausnahme des Spots 1 lagen die restlichen Spots 2 - 5 bei einem IP von pH 6,1. Das Protein 1 entspricht dem Typ II Membranprotein (20,7kDa, pH 4,8) und wird auch bei den parentalen Zellen nach Daunorubicingabe herabreguliert, während die Wegnahme von Mitoxantron bzw. Daunorubicin bei den entsprechend resistenten Zellen zu einer Überexpression führt. Das gleiche Verhalten zeigen auch die Proteinspots 2 - 5 & 40, 41.
Überexpression
Unter den gleichen Versuchsbedingungen konnten 37
Proteinspots gefunden werden, die bei den mitoxantronbehandelten Zellen heraufreguliert wurden. Dabei zeigten sich 17 als spezifisch, das heißt nur unter diesen Bedingungen überexprimiert. 14 Spots sind auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert (Abbildung 25, Tabelle 7) . Die Verteilung der beiden Spot-Gruppen lag zwischen ca. 19 und 120 kDa und der isoelektrische Punkt der Proteine war eher in den basischen Bereich bis pH 10 verschoben. 9 Proteinspots wurden nur bei den parentalen Zellen jedoch sowohl unter Mitoxantron als auch Daunorubicin Bedingungen überexprimiert. Das Protein 38: 54 kDa nukleares RNA- und DNA-bindendes Protein, wurde auch bei den Mitoxantron-resistenten und Daunorubicin- resistenten Zellen sowie bei den EPG85-257RN-Zellen mit Mitoxantron überexprimiert, interrasanterweise nicht bei den Daunorubicin behandelten parentalen bzw. Daunorubicin- resistenten Zellen. Die Proteasom Untereinheit α Typ 7 (Spot 10) wurde nur bei den parentalen Mitoxantronbehandelten Zelle überexprimiert . Aufgrund mangelnden Signals konnten die Spots 7, 9, 14, 17, 20 und 21 nicht identifiziert werden. Nur bei den parentalen Zellen jedoch bei beiden Zytostatika wurde die Lysyl-tRNA Synthetase
(Spot 24) , die Proteasom ε Kettenvorstufe (Spot 13) und der pre-mRNA-Schnittfaktor IM (Spot 11) gefunden werden. Das heterogene nukleare Ribonukleoprotein AI (Spot 12) wird unter allen Bedingungen überexprimiert. Das Protein mit der Spotnummer 8 (NHP2-ähnliches Protein 1) wir bei den parentalen unter Gabe beider Zytostatika und bei den resistenten unter Mitoxantron exprimiert.
Reaktionen parentalen Zellen auf Daunorubicin
Herabregulation
Die parentalen Zellen wiesen nach Daunorubicinbehandlung 30 erkennbar herabregulierte Proteinspots auf. Davon wurden 7 auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert (s. Abbildung 25 und Tabelle 7) . Wie bei der Mitoxantronbehandlung, liegen fünf der auch unter anderen Bedingungen differentiell herabregulierten Proteine in einem Molekulargewichtsbereich zwischen 19 und 35 kDa (Proteine 1-5; s. 4.1.1.1.). Die ebenfalls unter verschiedenen Bedingungen differentiell exprimierten Proteine 40 und 41 liegen hingen im Molekulargewichtsbereich zwischen ca. 130 und 170 kDa (s. 4.1.1.1). Alle Proteine wiesen einen isoelektrischen Wert im neutralen oder leicht sauren pH Bereich auf, lediglich 2 Proteinspots die unter diesen Bedingungen spezifisch herabreguliert wurden befanden sich im leicht basischen Bereich. Wie zuvor beschrieben, handelt es sich bei den Spots 3 und 4 jeweils um das Acyl-CoA bindende Protein. Bei dem einen der beiden mittels MALDITOF-untersuchten hier spezifisch differentiell exprimierten Spots handelt es sich um das Ubiquitin-Konjugations Enzym E2-17 (Spot 16) . Der andere Spot konnte wegen einer Keratinkontamination o. wg. Keratin nicht bestimmt werden. Überexpression
Unter den gleichen Versuchsbedingungen konnten hingegen 89 Proteinspots bei den daunorubicinbehandelten Zellen heraufreguliert gefunden werden. Dabei zeigten sich 71 Spots nur unter diesen Bedingungen differentiell exprimiert, während 18 Spots auch unter anderen Bedingungen eine veränderte Expression aufwiesen (Abbildung 26, Tabelle 7) . Die Verteilung der beiden Spot-Gruppen lag zwischen ca. 20 und 120 kDa und der isoelektrische Punkt der Proteine
war eher in den basischen Bereich bis pH 10 verschoben, wobei auch Proteine im sauren Bereich vorkamen. 9 Proteinspots wurden nur bei den parentalen Zellen jedoch sowohl unter Mitoxantron als auch Daunorubicin Bedingungen überexprimiert. 4 für die Versuchsbedingungen spezifisch überexprimiert Spots wurden im MALDITOF untersucht : Der Spot 18 entspricht dem RHO GDP-Dissoziations Inhibitor der schon in einer Mitoxantron-resistenten Fibrosarkomzelllinie überexprimiert gefunden wurde, während die anderen aus verschiedenen gründen nicht zu bestimmen waren (Tabelle 7) . Der Spot 26 ergab kein Datenbankergebnis, wobei die ATP- Synthetase als Kandidat in Frage kommt.
Reaktionen Mitoxantron-resistenter Zellen auf Mitoxantronabwesenheit Überexpression bei den unbehandelten Zellen
Wird die Erhaltungsdosis Mitoxantron bei den Mitoxantron- resistenten Zellen weggelassen, so werden 20 Proteinspots erkennbar hochreguliert . Davon wurden 4 auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert (s. Abbildung 27 und Tabelle 7) . 4 unter diesen Bedingungen spezifische Proteine liegen allen mit ihren IP bei pH 4, während die anderen, die z. T. auch unter anderen Bedingungen hochreguliert wurden im alkalischen Bereich liegen. Das Molekulargewicht der gefundenen Proteinspots liegt zwischen ca. 37 und lOOkDa.
Überexpression bei den behandelten Zellen
Unter diesen Bedingungen sind 47 Proteine bei den behandelten Zellen überexprimiert. Dabei reicht das Proteinspektrum entsprechend der Gelauflösung von 19 bis 200kDa sowie von sauer (nahe pH3) bis basisch (nahe pHIO) . Interessanterweise konnten nur 2 Spots gefunden werden, die exklusiv nur unter diesen Bedingungen nur bei den Mitoxantron-resistenten Zellen differentiell exprimiert
wurden (ein basisches Protein mit einem IP bei pH 10 und Molekulargewicht von ca. 55kDa, sowie einem sauren Protein mit einem IP nahe 3,0 und Molekulargewicht bei 120kDa) . Alle anderen gefunden Spots sind auch unter anderen vergleichbaren Bedingungen differentiell exprimiert (45 Spots) . Auffällig und in der Abbilddung 27 mit Sternen gekennzeichnet ist ein Proteinpattern von 34 im Gel breit gestreut liegenden Spots, welches nur bei mitoxantronbehandelten resistenten Zellen auftritt (vs . EPG85-257P und RN unbehandelt) . Es handelt sich somit Regulierbare resistenzassoziierte Proteine. Mittels MALDITOF wurden 11 Proteinspots untersucht, die auch unter anderen Bedingungen überexprimiert wurden (Tabelle 7) . Es handelt sich um das bereits beschrieben NHP2 ähnliche Protein 1 (Spot 8) , das heterogene nukleare Ribonukleoprotein AI (Spots 12 & 23), das Heterogene nukleare Ribonukleoprotein C/C2 (Spots 33 & 34) , die transitionale endoplasmatische Retikulum-ATPase (Spot 35) , das 54kDa nukleare RNA- und DNA-bindende Protein (Spot 38) und die Glutathion S-Transferase (Spot 48) . Dabei wird die Glutathion S-Transferase bei den beiden Resistenten Linien verglichen zur parentalen Linen hochreguliert und die Expression lässt sich bei der Mitoxantron-resistenten Linien durch Mitoxantrongabe noch steigen. Die Spots 17, 32 und 37 ergaben aus technischen Gründen kein auswertbares Signal .
Reaktionen Daunorubicin-resistenter Zellen auf Daunorubicinabwesenheit
Überexpression bei den unbehandelten Zellen Wird die Erhaltungsdosis Daunorubicin bei den Daunorubicin- resistenten Zellen weggelassen, so werden 6 Proteinspots erkennbar hochreguliert. Davon wurde die Hälfte (3) auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert (s. Abbildung 28 und Tabelle 7) . Das Molekulargewicht der
gefundenen Proteinspots liegt zwischen ca. 32 und lOOkDa. Ein Proteinspot (ca. 90kDa, IP bei 4 - 5) ist nur bei Daunorubicin-behandelten Zellen herabreguliert (bzw. bei den unbehandelten überexprimiert; EPG85-257P und RDB; Markierung mit *) .
Überexpression bei den behandelten Zellen
Unter diesen Bedingungen sind 57 Proteine bei den behandelten Zellen überexprimiert . Dabei reicht das differentielle Proteinspektrum von 19 bis 120kDa sowie von sauer (nahe pH3) bis basisch (nahe pHIO) . Interessanterweise konnten nur 6 Spots gefunden werden, die exklusiv nur unter diesen Bedingungen nur bei den Dauήorubicin-resistenten Zellen differentiell exprimiert wurden. Alle anderen gefunden Spots sind auch unter anderen vergleichbaren Bedingungen differentiell exprimiert (51 Spots) . Im Gegensatz zu der Beobachtung bei Mitoxantronbehandelten Zellen ist hier lediglich ein mit einem Sternen gekennzeichnet Protein, welches nur bei daunorubicinbehandelten Zellen auftritt (EPG85-257P und RDB; IP um 5, ca. 35kDa) . Mittels MALDITOF wurden 3 Proteinspots untersucht, die auch unter anderen Bedingungen überexprimiert wurden (Tabelle 7) . Es handelt sich um die bereits beschriebe Beta-1-Kette des Tubulins (Spot 7) und das heterogene nukleare Ribonukleoprotein AI (Spots 12 & 23) . Dabei wird die Beta-1-Kette des Tubulins auch bei den beiden parentalen Zellen unter Mitoxantron- und Daunorubicingabe differentiell exprimiert.
Veränderungen der Mitoxantron-resistenten Zellen gegenüber den parentalen Herabregulation
Die resistenten Zellen wiesen verglichen mit den parentalen Zellen 62 erkennbar herabregulierte Proteinspots auf. Davon wurden 29 auch unter anderen Bedingungen differentiell
exprimiert, sind also nicht spezifisch für diese Resistenz
(s. Abbildung 29 und Tabelle 7) . Die gefundenen Proteine liegen im Molekulargewichtsbereich von ca. 19 - 150kDA und einem IP von ca. 3,5 - 9. Die auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimierten Proteine liegen zum
Grossteil im sauen niedermolekularen Bereich geclustert
(Abbildung 29, linker Blot links unten) . 12 untersuchten bei den resistenten Zellen herabregulierten Proteine gehören zu den auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimierten Proteinen. Dazu gehören die beiden Spots 3 und 4 die jeweils dem Acyl-CoA bindenden Protein entsprechen, das Typ II membranbindende Protein (Spot 1) , das epidermale Fettsäure bindende Protein (Spot 28) und das Isoemzym F der Erythrozyten sauren Phosphatase 1 (Spot 29) , während die Spots 5, 40 und 41 jeweils kein auswertbares Signal ergaben. Spezifisch unter diesen Bedingungen wurden die Spots 27 und 30 und 31 expremiert . Es handelt sich um den nuklearen Transportfaktor 2 (27) und die Prefoldin Untereinheit 2, während der Spot 31 kein Ergebnis ergab. Überexpression
Unter den gleichen Versuchsbedingungen konnten 60 Proteinspots gefunden werden, die bei den Mitoxantron- resistenten Zellen heraufreguliert wurden. Dabei zeigten sich 36 als spezifisch, das heißt nur unter diesen Bedingungen überexprimiert. 14 Spots sind auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert (Abbildung 29, Tabelle 7) . Die Verteilung der Proteine lag zwischen ca. 19 und 150 kDa und der isoelektrische Punkt war ebenfalls gleichmäßig verteilt. 14 Proteinspots wurden spezifisch nur bei den resistenten Zellen überexprimiert während 46 auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert wurden. Auffällig und in der Abbilddung 29 mit Sternen gekennzeichnet ist ein Proteinpattern von 34 im Gel breit gestreut liegenden Spots, welche nur bei
mitoxantronbehandelten resistenten Zellen auftritt (vs . EPG85-257P und RN unbehandelt) . Es handelt sich somit regulierbare resistenzassoziierte Proteine.
Untersucht wurden 14 Spots, davon einer spezifisch in diesem Vergleich differentielle expremiert (Spot 39) . Dabei handelt es sich um heterogene nukleare Ribonucleoprotein A2/B1. Die auch unter anderen Bedingungen differentiell expremiert Proteine sind: Das NHP2-ähnliche Protein 1 (Spot 8) , das Heterogene nukleare Ribonukleoprotein AI (Spots 12 & 23) , Das UNR-interagierende Protein (Spot 25) das heterogene nukleare Ribonukleoprotein C1/C2 (Spots 33, 34), die transitionale endoplasmatische Retikulum-ATPase (Spot 35) , das Protein 54 kDa nukleare RNA- und DNA-bindendes Protein (Spot 38) und die Glutathion S-Transferase (Spot 48) . Der Spot 37 ergab kein Signal. Spezifisch wurde das heterogene nukleare Ribonukleoprotein A2/B1 und der Spot 36, der kein Signal ergab expremiert.
Veränderungen der Daunorubicin-resistenten Zellen gegenüber den parentalen Herabregulation
Die resistenten Zellen wiesen verglichen mit den parentalen Zellen 61 erkennbar herabregulierte Proteinspots auf. Davon wurden 13 auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimiert, sind also nicht spezifisch für diese Resistenz (s. Abbildung 30 und Tabelle 7). Die gefundenen Proteine liegen im Molekulargewichtsbereich von ca. 19 - 150kDA und einem IP von ca. 3 - 10. Die auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimierten Proteine liegen zum Grossteil im sauer/neutralen niedermolekularen Bereich geclustert (pH 19 - 35; Abbildung 30, linker Blot links unten) . 11 untersuchte bei den resistenten Zellen herabregulierten Proteine gehören zu den auch unter anderen Bedingungen differentiell exprimierten Proteinen. Dazu gehören die
beiden Spots 3 und 4 die jeweils dem Acyl-CoA bindenden Protein entsprechen, die beta-1 Kette des Tubulins (Spot 6) , das Ubiquitin-Konjugations Enzym E2-17kDa (Spot 16) , das epidermale Fettsäure bindende Protein (Spot 28) und das Isoemzym F der Erythrozyten sauren Phosphatase 1 (Spot 29) , während die Spots 2, 5, 15, 31, 40 und 41 jeweils kein auswertbares Signal ergaben. Interessanterweise kommt das Isoemzym F der Erythrozyten sauren Phosphatase 1 nur bei beiden resistenten Zellen im Vergleich zu den parentalen Zellen vor (EPG85-257RN und RDB) . Spezifisch unter diesen Bedingungen wurden die bifunktionale Methylenetetra- hydrofolsäure Dehydrogenase (Spot 42) , die mitochondrale Vorstufe der Enoyl-CoA Hydratase (Spot 43) und die Transaldolase (Spot 44) exprimiert. Überexpression
Unter den gleichen Versuchsbedingungen konnten 51 Proteinspots gefunden werden, die bei den Daunorubicin- resistenten Zellen heraufreguliert wurden. Dabei zeigten sich 38 als spezifisch, das heißt nur unter diesen Bedingungen überexprimiert. 13 Spots sind auch unter anderen Bedingungen differentiell expremiert (Abbildung 30, Tabelle 7) . Die Verteilung der Proteine lag zwischen ca. 32 und 130 kDa und der isoelektrische Punkt war ebenfalls gleichmäßig verteilt. 14 Proteinspots wurden spezifisch nur bei den resistenten Zellen überexprimiert während 46 auch unter anderen Bedingungen differentiell expremiert wurden. Im Gegensatz zu den zahlreichen auffälligen mit Sternen gekennzeichnet Proteinspots welche nur bei mitoxantronbehandelten resistenten Zellen auftraten (vs . EPG85-257P und RN uhbehandelt) gibt es für Daunorubicin nur einen derartigen ebenfalls mit einem Stern markierten Spot (Abbildung 30) . Es handelt sich somit um lediglich ein regulierbares resistenzassoziiertes Protein.
Untersucht wurden 14 Spots, davon wurden sechs spezifisch
in diesem Vergleich überexprimiert (Spots 45 - 47 & 49 - 51) . Dabei handelt es sich um den Spot 45, hinter dem sich als einzigem 3 verschiedenen Proteine verbergen: die mitochondrale Vorstufe der Aspartat Aminotransferase, die Vorstufe des kollagenbindenden Proteins 2 und die Vorstufe des 47kDa Hitzeschockproteins . Des Weiteren gehören dazu Annexin I (Spot 46) , der Eta-Typ der Proteinkinase C (Spot 47) , das Cor Protein der Ubiquinol-Cytochrom C Reduktase (Spot 49) und das 54kDa nukleare RNA- und DNA-bindende Protein (Spots 50 & 51) . Die auch unter anderen Bedingungen differentiell expremiert Proteine sind: das heterogene nukleare Ribonukleoprotein AI (Spot 12 & 23) , das UNR- interagierende Protein (Spot 25) das heterogene nukleare Ribonukleoprotein C1/C2 (Spots 33, 34) und das Protein 54 kDa nukleare RNA- und DNA-bindendes Protein (Spot 38) sowie die Glutathion S-Transferase (Spot 48) . Die Spots 7 & 32 ergaben kein Signal.