DE112006000480B4

DE112006000480B4 - Verfahren zur Bewertung der Vitalität chlorophylltragender biologischer Proben

Info

Publication number: DE112006000480B4
Application number: DE200611000480
Authority: DE
Inventors: Edgar Klose; Tatyana Karasyova; Peter Lentzsch; Marion Tauschke; Christian Schmidt; Azamat Azizov; Natalya Akinshina
Original assignee: INNO CONCEPT GmbH; INNO-CONCEPT GmbH
Current assignee: INNO CONCEPT GmbH; INNO-CONCEPT GmbH
Priority date: 2005-03-08
Filing date: 2006-03-06
Publication date: 2015-04-30
Anticipated expiration: 2026-03-07
Also published as: DE112006000480A5; WO2006094748A3; WO2006094748A2

Abstract

Verfahren zur Bewertung der Vitalität chlorophylltragender biologischer Proben mit einer Zeitverlaufsmessung einer Sauerstoffkonzentration (c) in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung mittels Messung einer Reaktionszeit (D) zwischen dem Zeitpunkt eines abrupten Beleuchtungswechsels und dem Zeitpunkt eines lokalen Extremwertes in der zeitabhängigen Sauerstoffkonzentration zur Bestimmung des Adaptionsverhaltens der Photosyntheseleistung, wobei die Zeitverlaufsmessung der Sauerstoffkonzentration (c) in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung mit folgenden Verfahrensschritten ausgeführt wird: – einer Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während einer Dunkelzeit (tD) bei einer abgeschalteten Beleuchtung, – einer Messung der Reaktionszeit (D) zwischen einem Einschaltzeitpunkt (ton) der Beleuchtung und einem Zeitpunkt (tmin) eines auf den Einschaltzeitpunkt folgenden lokalen Minimums der Sauerstoffkonzentration, – einer Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während einer Hellzeit bei eingeschalteter Beleuchtung, – einer Bestimmung eines sich bei eingeschalteter Beleuchtung einstellenden Sättigungswertes (M) der Sauerstoffkonzentration, dadurch gekennzeichnet, dass aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während der Dunkelzeit (tD) ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Respirationsparameter (R) und aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während der Hellzeit ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Slope-Parameter (S) ermittelt wird, wobei aus dem negativen Verhältnis des Slope-Parameters „S” und des Respirationsparameters „R” ein Koeffizient der photosynthetischen Aktivität KphA = –S/R bestimmt wird.

Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Bewertung der Vitalität (Lebensenergie) chlorophylltragender biologischer Proben nach dem Oberbegriff des Anspruchs 1.
Grüne Pflanzen sind autotrophe Organismen. Das heißt, dass diese mit Hilfe von Lichtenergie, insbesondere aus dem Strahlungsspektrum des Sonnenlichtes anorganische Substanzen aufnehmen und in organische Substanzen, insbesondere Kohlenhydrate, Fette und Eiweiße überführen. Dabei nehmen die Pflanzen bekanntermaßen Kohlendioxid aus der Luft sowie Wasser und Mineralsalze aus dem Boden auf und geben molekularen Sauerstoff in die Umgebung ab. Dieser Prozess der autotrophen Assimilation wird als Photosynthese bezeichnet und läuft innerhalb der Chloroplasten der Pflanzenzellen ab. Im Folgenden werden unter dem Begriff der Pflanzen oder Pflanzenteile sämtlich autotrophe Organismen bzw. Teile derartiger Organismen verstanden.
Die Grundreaktionen im Kreislauf von Auf- und Abbau von organischem Material können – stark vereinfacht – folgendermaßen formuliert werden: Photosynthese (Assimilation) 6CO₂ + 6H₂O → C₆H₁₂O₆ + 6O₂ wobei CO₂ aufgenommen und Sauerstoff abgegeben wird (Austausch gasförmiger Produkte). Zellatmung (Dissimilation) C₆H₁₂O₆ + 6O₂ → 6CO₂ + 6H₂O wobei Sauerstoff aufgenommen und CO₂ freigesetzt wird (Austausch gasförmiger Produkte).
Zunächst erscheint aus diesen Beziehungen der Nachweis von Sauerstoff oder Kohlendioxid in den angegebenen Prozessen gleichwertig und gleichermaßen aussagekräftig. Oben genannte Reaktionsgleichungen sind stark vereinfacht.
Bei der Beurteilung der Wirkungen gewisser agrochemischer Wirkstoffe oder Düngemittel, beispielsweise Herbizide oder Insektizide sowie diverser Kunstdüngerpräparate, ist es notwendig, die sogenannte Vitalität der Pflanzen unter der Wirkung der genannten Stoffe zu beurteilen. Dabei ist dieses Beurteilungskriterium gegenwärtig nicht scharf umrissen und ergibt sich bislang aus einer subjektiven Bonitur durch Landwirte, Gärtner, Forstwirte oder sonstige Experten, die aufgrund einer langjährigen Erfahrung einschätzen können, ob eine jeweils getestete Pflanze auf die Behandlung mit dem entsprechenden Wirkstoff „gut”, „weniger gut” oder „nachteilig” anspricht oder sich hinreichend widerstandsfähig gegenüber dem Wirkstoff verhält. Hierzu wird vorwiegend auf visuelle Eindrücke zurückgegriffen, die naturgemäß eine ausschließlich qualitative und sehr stark subjektive Bewertungsgrundlage bieten. Außerdem werden bei dieser Art der Bewertung fast nur ausschließlich optische Eindrücke der Pflanzen beobachtet und ins Bewertungskalkül übernommen. Des weiteren führen Bonituren durch „in Augenscheinnahme” nur dann zum Ergebnis, wenn die Pflanze in der Regel bereits den Einflüssen positiv oder negativ erlegen ist.
Als Kriterium der Wirkung gilt z. B. der Ertrag, aber eine Frühindikation ist nicht möglich; ein anderes Kriterium sind bereits vorhandene Krankheitssymptome, aber eine Früherkennung ist auch hier nicht möglich. Es versteht sich, dass ein derartiges Vorgehen hinsichtlich der Exaktheit und Objektivierbarkeit äußerst unbefriedigend ist und nur Resultate liefern kann, die mit Vorsicht zu vergleichen und zu verallgemeinern sind. Die Beurteilungen (Bonituren) führen zur Kennzeichnung „Pflanzenvitalität”. Vitalitätsbonituren (z. B. Anzahl und Qualität der Blätter und des Wuchses im Vergleich zum Normzustand) sind letztendlich qualitative Aussagen der Energiebereitstellung in den Pflanzenzellen und deren Nutzung für den Aufbau von Reservestoffen, Biomasse und Resistenzausprägung. Insofern ist es mehr als natürlich, dass für quantitative Aussagen zur Pflanzenvitalität der Nachweis der Reaktionsprodukte zu favorisieren ist, die ein direktes Kennzeichen für die Energiebereitstellung in den Pflanzenzellen sind. Im o. g. Vergleich CO₂ und O₂ fällt deshalb die Wahl deutlich zu Gunsten von O₂ aus, da dieses Produkt bei der Freisetzung von Protonen entsteht, die die Energiespeicherung besorgen. Deshalb sind Methoden gesucht, die die Energiebereitstellung messen (Produktion und Verbrauch).
Zur Messung der Photosyntheseaktivität von Pflanzen als Kennzeichen der Vitalität sind aus dem Stand der Technik eine Reihe von Verfahren und Vorrichtungen bekannt. So wird beispielsweise in der DE 43 32 290 C2 oder der DE 10 2004 058 402 A1 eine Reihe dafür geeigneter Vorrichtungen vorgeschlagen, bei der die Sauerstoffbilanz einer in einer transparenten Messzelle eingeschlossenen Pflanze oder eines Pflanzenteils unter dem Lichteinfall einer Hochleistungs-Lumineszenzdiode mittels einer Sauerstoffmesssonde erfasst wird. Die erwähnten Druckschriften schlagen hierzu eine Reihe von Vorrichtungen vor, die in dem einen Fall für normale Laubblätter bzw. Laubblattabschnitte und in anderen Fällen für von Nadelgehölzen stammende Nadeln bzw. auch für Algen geeignet sind.
Aus der DE 43 32 163 A1 ist ein gattungsgemäßes Verfahren vorbekannt, wobei es dort darum geht, eine parallele Ermittlung verschiedener Messgrößen umzusetzen, nämlich einerseits der Fluoreszenz sowie andererseits der Sauerstoffentwicklung, um letztendlich den physiologischen Zustand eines Algen-Wasser-Gemisches beurteilen zu können. In Abhängigkeit von einer Dauerlichtbestrahlung wird der Verlauf der Sauerstoffentwicklung und der von dem Gemisch emittierten Fluoreszenzsignale erfasst. Die Messwerte der Fluoreszenz und der Sauerstoffentwicklung werden dann als Basis für eine Schadstoffanalyse verglichen.
Gemäß dem Verfahren zur Erfassung und Auswertung von lichtinduzierten Veränderungen der Chlorophyllfluoreszenz nach DD 300 049 A7 ist es bekannt, mittels einer elektronischen Steuerung einen Zyklus mit definierter Vorbelichtung und definierter Dunkelpause zu erzeugen und anschließend die erfassten Kennwerte zu verarbeiten. Konkret wird nicht der dunkel adaptierte Zustand der zu untersuchenden Pflanze, sondern ein durch Vorbelichtung und kurze Dunkelpause definierter Zwischenzustand genutzt.
Bei dem Verfahren zur Charakterisierung des Photosynthesesystems von Pflanzen nach DE 44 27 438 A1 wird nach einer Dunkelpause eine Bestrahlung mit rechteckförmigen Lichtimpulsen vorgenommen, wobei die induzierte Fluoreszenzstrahlung erfasst wird. Nach der dortigen Lehre ist die Dunkelphase kürzer als eine Sekunde und es wird der rechteckförmige Lichtimpuls von einem Laser erzeugt, wobei die Impulsdauer zwischen einer und 30 msec liegt.
Es besteht somit die der Erfindung zugrunde liegende Aufgabe, ein quantitatives Verfahren zur Bestimmung der Vitalität von Pflanzen oder Pflanzenteilen anzugeben, das unter genau definierten Bedingungen eine objektive Bewertung der Pflanzenvitalität gewährleistet.
Die Lösung erfolgt mit einem Verfahren zur Bewertung der Vitalität chlorophylltragender biologischer Proben nach den Merkmalen des Anspruchs 1, wobei der Anspruch 2 eine zweckmäßige und vorteilhafte Ausführungsform des Verfahrens beschreibt.
Es erfolgt bei diesen Verfahren eine Zeitverlaufsmessung einer Sauerstoffkonzentration in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung in Verbindung mit der Messung einer Reaktionszeit zwischen dem Zeitpunkt eines Beleuchtungswechsels und dem Zeitpunkt des Durchlaufens eines Extremwertes in der zeitabhängigen Sauerstoffkonzentration.
Das Verfahren baut auf der experimentell bestätigten Erkenntnis auf, dass sich die Vitalität von Pflanzen ganz besonders an Hand ihres Adaptationsverhaltens der Photosyntheseleistung zeigt. Zweckmäßiger Weise wird hier zu einer Systembeschreibung durch reaktionskinetische Kennwerte übergegangen, wodurch Systemeigenschaften wie Elastizität bei der Reaktion der Pflanze, potenzielle Überlastbarkeit (Stress), aktueller Systemstatus der Pflanze u. a. m. ermittelt werden. In diesem Zusammenhang sei erneut auf den oben angeführten Zusammenhang von CO₂- bzw. O₂-Nachweis hingewiesen. Vergleiche des Verhaltens von CO₂ und O₂ weisen aus, dass die Löslichkeit von CO₂ 23 mal so groß ist wie die von O₂, woraus sich im Fall von CO₂ eine Art Puffer ergibt, der zu einer verzögerten Dynamik bei Lichtwechsel führen kann. Und da CO₂ ein höheres Molekulargewicht besitzt, diffundiert CO₂ bei gleichem Konzentrationsgradienten etwa 20 mal besser als O₂. Diese Eigenschaften sprechen deutlich für einen Nachweis von O₂ gegenüber CO₂ beim Vergleich reaktionskinetischer Kennwerte. In der dem Verfahren zugrundeliegenden Situation wird die Photosyntheseleistung in Form der Sauerstoffkonzentration sowohl unter verschiedenen Beleuchtungsbedingungen, als auch bei einem abrupten, in der natürlichen Umgebung nur selten stattfindenden Beleuchtungswechsel untersucht und in Form objektivierbarer Parameter festgehalten, die unabhängig von der rein visuellen Beurteilung des Pflanzenzustandes sind.
Es erfolgt die Zeitverlaufsmessung der Sauerstoffkonzentration in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung mit folgenden Verfahrensschritten. In einem ersten Schritt wird eine Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während einer Dunkelzeit bei einer abgeschalteten Beleuchtung ausgeführt. Sodann wird eine Verzögerungszeit zwischen einem Einschaltzeitpunkt der Beleuchtung und einem Zeitpunkt eines auf den Einschaltzeitpunkt folgenden Extremwertes im Zeitverlauf der Sauerstoffkonzentration gemessen. Im Anschluss daran erfolgt eine Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während einer Hellzeit bei eingeschalteter Beleuchtung. Der sich danach bei eingeschalteter Beleuchtung einstellende Sättigungswert wird ebenfalls bestimmt. Schließlich werden in einer datenverarbeitenden Auswertung die gemessenen Veränderungen der Sauerstoffkonzentrationen analysiert.
Eine derartige Vorgehensweise lässt sich in einer sehr einfachen Weise in ein Messprogramm zur automatisierten Vitalitätsbeurteilung übertragen und realisieren, wobei die dabei zu ermittelnden Messgrößen eindeutig definiert sind.
Erfindungsgemäß wird aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während der Dunkelzeit ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Respirationsparameter ermittelt. Weiterhin wird aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während der Hellzeit ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Slope-Parameter bestimmt.
Beide Parameter beschreiben die Art und Weise der Konzentrationsveränderung des molekularen Sauerstoffs in der Umgebung der Probe während der betreffenden Zeitabschnitte in einer eindeutig definierten Weise.
Aus dem Verhältnis des Slope-Parameters und des Respirations-Parameters wird ein Photosynthetischer Aktivitätskoeffizient bestimmt. Dieser Koeffizient beschreibt das Verhältnis der Photosyntheseleistung während der Hellzeit zum Respirationsvorgang der Pflanzenprobe während der Dunkelzeit und gibt damit einen Aufschluss über das Verhältnis beider Aktivitätszustände der Pflanze im Hellen wie im Dunkeln.
Der Respirationsparameter und/oder der Slope-Parameter werden in einfacher Weise durch das Anpassen einer linearen Funktion an die gemessenen zeitlich veränderlichen Sauerstoffkonzentrationswerte während der Dunkel- bzw. der Hellzeit ermittelt. Lineare Anpassungen können durch das mathematische Verfahren der linearen Regression in besonders einfacher Weise programmiert und automatisiert werden.
Das erfindungsgemäße Verfahren soll nachfolgend anhand von Ausführungsbeispielen und den 1 bis 12 näher erläutert werden. Es werden für gleiche bzw. gleichwirkende Teile und Verfahrensschritte die selben Bezugszeichen verwendet.
Es zeigt:
1 eine beispielhafte Anordnung zum Ausführen des Verfahrens,
2 eine beispielhafte, während des Verfahrensablaufs gemessene zeitabhängige Sauerstoffkonzentration,
3 ein Diagramm zur Reproduzierbarkeit der durch das Verfahren ermittelten Messergebnisse am Beispiel des Slope-Parameters, gemessen an Weizenblättern von Pflanzen, die unter der Einwirkung verschiedener äußerer Einflüsse stehen.
4 ein Diagramm über eine beispielhafte Korrelationsanalyse einzelner Messreihen des Slope-Parameters „S” am Beispiel von Weizenblättern,
5 ein beispielhaftes Diagramm über eine Reihe zeitabhängiger Sauerstoffkonzentrationen, gemessen an Weizenblättern bei unterschiedlichen Inokulationsvarianten mit einer Reihe von Pilzen am Ende einer ersten Versuchswoche,
6 ein beispielhaftes Diagramm über eine Dynamik der photosynthetischen Aktivität von Weizenblättern einzelner Varianten im Verlauf der Ontogenese,
7 ein beispielhaftes Diagramm über die photosynthetische Aktivität von Weizenblättern verschiedener Inokulationsvarianten in einem Versuchszeitraum zwischen der vierten und neunten Versuchswoche,
8 ein Diagramm zu einem Vergleich einer Vitalitätsdynamik der einzelnen Inokulationsvarianten im Verlauf über 14 Tage,
9 ein Diagramm zu einem Vergleich einer Vitalitätsdynamik der einzelnen Inokulationsvarianten im Verlauf über 39 Tage,
10 ein Diagramm über die Einwirkung von Huminstoffen unterschiedlicher Konzentration auf ein Algenwachstum innerhalb eines Zeitraumes von 21 Tagen,
11 Verlauf der Sauerstoffbilanz in Abhängigkeit vom Eintrag organisch gebundenen Kohlenstoffs (siehe Kasten) über die Huminstoffe. Als entscheidender Parameter wird hier der Vitalitätsparameter „S” für die weitere Auswertung herangezogen.
12 ein Korrelationsdiagramm zwischen einem herkömmlichen biologischen Zustandsparameter (hier die Anwesenheit von Wasserstoffperoxyd mit Konzentrationsangabe) und der erfindungsgemäß ermittelten Photosyntheseleistung (Parameter „S”) der einzelligen Algen.
1 zeigt eine beispielhafte Anordnung zum Ausführen des Verfahrens. In einem gegenüber Umwelteinflüssen, insbesondere Lichteinfall und Temperaturschwankungen abgeschirmten Messplatz 10 befindet sich eine Messzelle 20 mit einer darin eingeschlossenen biologischen Probe 15. Als biologische Probe können sowohl wässrige Lösungen mit Phytoplankton, beispielsweise Grünalgen in Süß- oder Salzwasser, Abschnitte von Sproßpflanzen, beispielsweise Teile von Laubblättern oder Nadeln oder auch Mikrokulturen in einem dafür geeigneten Pflanzsubstrat, insbesondere Keimlinge aus einer Keimschale, verwendet werden. Für aussagekräftige Messergebnisse reicht im allgemeinen eine Fläche der chlorophylltragenden biologischen Probe, zum Beispiel eines Laubabschnittes oder einer Algenlösung, mit einer Oberfläche zwischen 5 bis 20 mm² aus. Es erfolgt weiterhin eine Erfassung der Temperatur sowohl am Sensor als auch in der Probenhalterung. Des weiteren ist die Lichtquelle so angeordnet, dass sie die Unterseite der Probe beleuchtet.
Die Messzelle 20 besteht aus einem lichtdurchlässigen biologisch neutralen Glas- oder Kunststoffmaterial, das insbesondere im Bereich des sichtbaren roten Lichtspektrum im Wellenlängenbereich von ca. 620 nm bis 700 nm eine besonders hohe Transparenz aufweist. Die Messzelle kann die Probe entweder vollständig oder teilweise zur Gewährleistung einer über der Probe sich einstellenden Mikroumgebung überdecken. Als Messzelle kann insbesondere eine Küvette verwendet werden. In den Innenbereich der Messzelle ragt unmittelbar in die Umgebung der biologischen Probe ein elektrochemischer Sensor 25. Bevorzugt wird hier auf einen Sensor vom Clark-Typ zurückgegriffen.
Die Lichtquelle 30 besteht vorzugsweise aus einer Hochleistungs-LED, die Licht im vorwiegend roten Spektralbereich zwischen 620 nm und 700 nm emittiert. Zweckmäßigerweise ist die LED unmittelbar benachbart zur Messzelle 20 angeordnet, in einer Weise, dass die Lichtquelle, die Probe und der Detektor auf einer gemeinsamen Achse liegen. Eine Anordnung für eine gleichmäßige Bestrahlung, die mindestens die Probe 15 auf einer Seite homogen ausleuchtet, ist besonders vorteilhaft.
Den genannten Bestandteilen ist eine Reihe von Ansteuerungs- bzw. Auswerteeinheiten zugeordnet. Ein Zeitgeber 35, insbesondere eine Zeitschaltuhr oder ein ein Zeitsignal generierendes Softwareprogramm, gibt sowohl einen Zeittakt an eine Ansteuerungselektronik 36 für die Lichtquelle 30, als auch an eine Protokolleinheit 45 aus. Weiterhin ist eine Messwerterfassungseinheit 40 für den elektrochemischen Sensor 25 vorgesehen, die die Sensorsignale gemäß einer internen Eichfunktion in Messwerte für die Sauerstoffkonzentration und die Messtemperatur am Target innerhalb der Messzelle 20 überführt. In der Protokolleinheit 45 werden die von der Messwerterfassungseinheit 40 gelieferten Sauerstoffkonzentrations- und Temperaturmesswerte zusammen mit dem Zeittakt (t₁, t₂, ..., t_n) des Zeitgebers 35 als eine Messreihe 50 in Form eines tabellarischen Wertevorrats c(t₁), c(t₂), ..., c(t_n) sowie T(t₁), T(t₂), ..., T(t_n) gespeichert und stehen für eine nachfolgende Auswertung, insbesondere für eine graphische Darstellung oder eine Datenverarbeitung, zur Verfügung.
Die Komponenten 35, 36, 40 und 45 können auch in Form entsprechender Softwareroutinen und Treiberprogramme realisiert sein, die in einem PC mit einer dafür typischen Gerätekonfiguration ausgeführt werden.
Die Messzelle 20 wird durch eine thermische Stabilisierung in Form eines Regelkreis 60 mit einem in unmittelbarem thermischen Kontakt mit der Messzelle stehenden Peltierelement 65, einem in der Messzelle angeordneten Temperaturfühler 66 und einer Steuerelektronik 67 bei einer konstanten Temperatur gehalten. Dadurch wird eine die Messbedingungen verfälschende Erwärmung der Probe 15 verhindert und zum anderen kann durch den Betreiber eine gewünschte Messtemperatur, abweichend von der Umgebungstemperatur, gewählt werden.
2 zeigt ein beispielhaftes, mit der Anordnung aus 1 aufgenommenes Messergebnis. Nach einer Messwerterfassung der zeitabhängigen Sauerstoffkonzentration unter Verwendung des elektrochemischen Sensors 25, der Messwerterfassungseinheit 40 und der Protokolleinheit 45 und einer Signalverarbeitung in einer entsprechenden, für dieses System vorgesehenen Software erscheint auf dem Bildschirm eines angeschlossenen Computers ein in der Figur gezeigter beispielhafter Kurvenverlauf. Die Sauerstoffkonzentration „c” wird in diesem Diagramm in mg/l bzw. als Partialdruck in mbar auf der Ordinate angegeben, die Zeit bildet die Abszisse mit einer Einteilung in Sekunden oder Minuten.
Die Messkurve stellt den Zeitverlauf der am elektrochemischen Sensor gemessenen Sauerstoffkonzentration dar. Dabei bezeichnet der durch den Parameter „R” gekennzeichnete Teil der Messkurve einen zeitlichen Abschnitt, in welchem die Sauerstoffkonzentration in der Umgebung der Probe auf Grund der im Dunkeln stattfindenden Atmung des pflanzlichen Materials abnimmt. Dieser Teil der Messkurve wird als Respirationsphase bezeichnet. Er gibt eine erste Information über die Vitalität der Probe bzw. der Pflanze, der die Probe entnommen wurde.
Der Parameter „R” wird üblicherweise in den Einheiten mg/l·s bzw. in mbar/s, d. h. entweder in Einheiten der Konzentrationsänderung je Zeiteinheit oder einer Partialdruckänderung je Zeiteinheit angegeben. Er beschreibt den linearen Abfall der zeitabhängigen Sauerstoffkonzentration durch Atmungs- bzw. Respirationsvorgänge der Pflanzenprobe während einer abgeschalteten Lichtquelle 30. Dieser Parameter ist stets negativ.
Zu einem Zeitpunkt t_on, der vom Bedienungspersonal frei gewählt werden kann und somit durch die Versuchsplanung bekannt ist oder vom Messwerterfassungssystem bei Erreichen eines im Voraus zu wählenden Versuchsparameters bestimmt wird, wird die Lichtquelle 30 eingeschaltet. In diesem Moment unterliegt die Probe einer starken Lichteinwirkung, die die Pflanzenprobe zu Adaptierungsprozessen veranlasst. Innerhalb der Zellen läuft nunmehr im Verlauf einer gewissen Zeitspanne die Photosynthese an und die Respiration wird mit gleichen oder veränderten Parametern weitergeführt. Als Folge dieser sich überlagernden Prozesse durchläuft die Sauerstoffkonzentration ein lokales Minimum, das mit einer gewissen Zeitverzögerung nach dem Einschaltzeitpunkt der Lichtquelle durchlaufen wird. Diese Verzögerung wird durch den zeitlichen Parameter „D” (Delay) beschrieben. Er ist definiert als die Zeitspanne zwischen dem bekannten Einschaltzeitpunkt t_on des Lichtes und dem Zeitpunkt t_min des Durchlaufens des Kurvenminimums und wird üblicherweise in Sekunden oder Minuten gemessen.
Nach der Adaptation des pflanzlichen Probenmaterials steigt die Sauerstoffkonzentration bei der nunmehr eingeschalteten Lichtquelle 30 zunächst kontinuierlich an. Diese Konzentrationszunahme wird durch die nun ablaufende Photosynthese im Probenmaterial, d. h. durch die dabei ablaufende Photolyse des Wassers bewirkt. Der Anstieg der Messkurve erfolgt in erster Näherung linear. Die lineare Zunahme der Sauerstoffkonzentration wird durch einen Slope-Parameter „S” beschrieben. Die physikalische Einheit von „S” wird ebenso wie die des Parameters „R” in mg/l·s oder mbar/s gemessen. Der Wert für „S” ist stets positiv.
Die hier aufgeführten Dimensionen für „R” und „S” sind geräteabhängig. Für „R” und „S” können gegebenenfalls die Dimension mmol/m²·s bzw. davon abgeleitete Dimensionen, wie z. B. μmol/m²·s, verwendet werden. Diese sind im allgemeinen geräteunspezifisch, da in die Umrechnung Geräteparameter, beispielsweise das Volumen innerhalb der Messzelle, eingehen, sie können deshalb sehr vorteilhaft für einen Vergleich der Werte mit anderen Parametern sein, die mit anderen Geräten und/oder mit anderen Verfahren gemessen werden.
Im weiteren Verlauf geht die Messkurve in einen Sättigungsbereich der Sauerstoffkonzentration über und weist einen im wesentlichen zeitlich konstanten Sättigungswert auf. Dieser ergibt sich aus einem Gleichgewicht zwischen Sauerstoffproduktion und Sauerstoffaufnahme durch die Pflanzenprobe sowie Schwund und einer sich daraufhin einstellenden, nahezu unveränderlichen Sauerstoffkonzentration in der Nähe des Sensorkopfes. Der Sättigungswert liefert einen Parameter „M”. Dieser beschreibt das in der Hellzeit zeitlich konstante Maximum der Messkurve und wird in mg/l bzw. in mbar angegeben.
Aus einer Verknüpfung von „R” und „S” lässt sich der Koeffizient der photosynthetischen Aktivität durch einen Quotienten K_phA = –S/R bilden. Es zeigt sich, dass dieser Koeffizient in bestimmten Fällen deutlicher noch als „R” und „S” allein die Vitalität/Photosynthetische Aktivität der untersuchten Probe beschreibt.
Die genannten Parameter „R”, „S”, „D” und „M” bzw. der Koeffizient der photosynthetischen Aktivität „K_phA” stehen als objektiv bestimmbare Indikatoren für die Beschreibung qualitativer und/oder quantitativer Zustände bzw. prognostische Aussagen über die weitere vegetative und/oder generative Entwicklung der untersuchten Pflanze zur Verfügung. Beispielsweise können damit Entwicklungen der Grünmasse und der Wurzelmasse oder reproduktive bzw. generative Entwicklungsprozesse wie etwa die Herausbildung von Fruchtansätzen des Chlorophyll tragenden Systems beurteilt und eingeschätzt werden, die allein aus subjektiven visuellen Bonituren gar nicht zu erkennen oder nur durch unvergleichbaren höheren messtechnischen Aufwand zu ermitteln sind. Dies betrifft beispielsweise die optimale Bestimmung des Erntezeitpunktes bestimmter Marktfrüchte, bei denen bisher nach der Methode der langjährigen Erfahrung mit der bereits erwähnten überproportionalen Dominanz des subjektiven Faktors verfahren wird. Im Folgenden werden hierzu einige Ausführungsbeispiele angegeben.
Ausführungsbeispiel I: Interaktion von Winterweizen und Bodenpilzen
In den letzten Jahren sind umfangreiche Forschungsarbeiten über die Wechselwirkung von pathogenen und Bodenpilzen insbesondere bei landwirtschaftlichen Kulturen wie Körner- und Ölfrüchte, aber auch bei Beerenobst durchgeführt worden. Dabei steht eine Verminderung der chemischen Schädlingsbekämpfung und deren Ersatz durch eine biologische Variante als Forschungsziel im Vordergrund. Dies ist insbesondere dadurch notwendig, seitdem im Falle eines Befalls mit Verticillium eine chemische Bodenentseuchung durch neue gesetzliche Bestimmungen verboten ist.
Von besonderer Bedeutung im Weizenanbau ist die häufig auftretende Krankheit ”Partielle Taubährigkeit”, die hauptsächlich durch Fusarium graminearum verursacht wird und zu hohen Qualitäts- und Ernteverlusten sowie zur Mykotoxinbelastung der Ernteprodukte führt. Diese Verluste können durch den Befall mit Alternaria alternata, einem ebenfalls potentiellen Mykotoxinbildner, noch erhöht werden.
Alternative Methoden zur chemischen Bekämpfung dieser Pathogene werden benötigt. Die arbuskuläre Mykorrhiza (AM) spielt dabei eine besondere Rolle. Die Mykorrhiza, die Vergesellschaftung von Wurzeln höherer Pflanzen mit Pilzen, ist eine symbiontische Beziehung, die den Pflanzen eine höchst effektive Absorption von Mineralstoffen (Phosphat, gebundener Stickstoff) aus dem Boden ermöglicht und dem Pilz Zugang zu Assimilationsprodukten der Pflanze bietet.
In mehreren Versuchen wurden nun der Einfluss und die Wechselwirkung dieser Pilze auf die Entwicklung von Winterweizen untersucht. Dabei wurden sowohl traditionelle pflanzenphysiologische als auch mikrobiologische und biochemische Untersuchungen durchgeführt und diese mit den Ergebnissen der Untersuchungen der Pflanzenvitalität nach dem erfindungsgemäßen Verfahren verglichen. Als besonders bedeutend wurde der erwähnte Parameter „S” gewertet. Es wurden folgende Varianten analysiert:

1. Winterweizen (WW) als Kontrollvariante;
2. WW + Glomus intraradices (WW + Gl);

Nach etwa vier Wochen wurden beide Varianten mit den pathogenen Pilzen in folgenden Varianten inokoliert:

3. WW + Fusarium graminearum (WW + Fus);
4. WW + Alternaria alternata (WW + Alt);
5. WW + Glomus intrarad. + Fusarium gramin. (WW + Gl + Fus)
6. WW + Glomus intrarad. + Alternaria altern. (WW + Gl + Alt);
7. WW + Fusarium gramin. + Alternaria altern. (WW + Fus + Alt);
8. WW + Glomus intrarad. + Fusarium gramin. + Altern. altern. (WW + Gl + Fus + Alt).

Die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse ist in 3 dargestellt. Sie liegt im allgemeinen höher als 90%. Unter Verwendung eines geeigneten Softwareprogramms wurde eine statistische Auswertung der Untersuchungsergebnisse, sowohl der Messergebnisse mit dem erfindungsgemäßen Verfahren unter Verwendung des Parameters „S”, als auch die der mikroskopischen, pflanzenphysiologischen und biochemischen Untersuchungen ausgeführt.

Das Ergebnis der Korrelationsanalyse einzelner Messreihen an Weizenblättern zeigt 4. Die Tabellen 1a bis 1c zeigen die Mittelwerte der photosynthetischen Aktivität der Weizenblätter über einen Zeitraum von 9 Wochen und Veränderungen Δ gegenüber der Kontrollvariante (O₂-Messung, „S” in μmol/m²·s). Tabelle 1a Mittelwerte der photosynthetischen Aktivität anhand des Slope-Parameters „S” bei Weizenblättern von Woche 1 bis Woche 3 und Veränderungen Δ gegenüber der Kontrollvariante

Inokulations-Variante	1 Wo.	Δ %	2 Wo.	Δ %	3 Wo.	Δ %
WW	10,93		12,22		14,83
WW + Gl	14,78	35,2	14,15	15,8	15,27	3,0
WW + Fus	11,27	3,1	2,17	–82,3	0	–100,0
WW + Alt	8,81	–19,4	11,12	–9,0	13,64	–8,0
WW + Gl + Fus	10,30	–5,8	9,67	–20,8	6,81	–54,1
WW + Gl + Alt	8,49	–22,4	11,93	–2,4	14,85	0,2
WW + Fus + Alt	7,03	–35,7	8,31	–31,9	5,12	–65,5
WW + Gl + Fus + Alt	9,54	–12,8	10,24	–16,2	5,82	–60,7

Tabelle 1b Mittelwerte der photosynthetischen Aktivität anhand des Slope-Parameters „S” bei Weizenblättern von Woche 4 bis Woche 6 und Veränderungen Δ gegenüber der Kontrollvariante

Inokulations-Variante	4 Wo.	Δ %	5 Wo.	Δ %	6 Wo.	Δ %
WW	13,63		11,77		10,11
WW + Gl	14,34	5,2	14,15	20,2	12,84	27,0
WW + Fus	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0
WW + Alt	15,20	11,6	12,64	7,4	9,89	–2,1
WW + Gl + Fus	2,30	–83,1	0	–100,0	0	–100,0
WW + Gl + Alt	11,36	–16,6	14,67	24,6	14,85	46,9
WW + Fus + Alt	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0
WW + Gl + Fus + Alt	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0

Tabelle 1c Mittelwerte der photosynthetischen Aktivität anhand des Slope-Parameters „S” bei Weizenblättern von Woche 7 bis Woche 9 und Veränderungen Δ gegenüber der Kontrollvariante

Inokulations-Variante	7 Wo.	Δ %	8 Wo.	Δ %	9 Wo.	Δ %
WW	10,94		10,43		8,87
WW + Gl	13,09	19,6	13,54	29,8	11,05	24,5
WW + Fus	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0
WW + Alt	8,53	–22,0	9,44	–9,5	8,51	–4,1
WW + Gl + Fus	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0
WW + Gl + Alt	12,89	17,9	10,85	4,0	9,82	10,6
WW + Fus + Alt	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0
WW + Gl + Fus + Alt	0	–100,0	0	–100,0	0	–100,0

Das Diagramm aus 5 zeigt beispielhaft die zeitabhängige Sauerstoffkonzentration bei den jeweils untersuchten unterschiedlichen Inokulationsvarianten am Ende der ersten Woche. Die mit Fusarium graminearium beimpften Pflanzen zeigten innerhalb der zweiten Woche abfallende Vitalität und waren am Ende der zweiten Woche durchgängig abgestorben.

Die erhaltenen Ergebnisse wurden mit pflanzenphysiologischen und mikrobiologischen Messungen verglichen. Es wurden hierzu folgende Parameter gemessen:
Die Grünmasse (Spross FM) und die Trockenmasse der Sprosse (Spross TM), die Frischmasse der Wurzeln (Wurzel FM) und deren Trockenmasse (Wurzel TM) sowie der Grad der Mykorrhizierung der Wurzeln für die einzelnen Varianten in Abhängigkeit von deren Ontogenese. Die Einzelwerte sind hier nicht aufgeführt, es werden lediglich die Ergebnisse der Korrelation der Parameter der statistischen Auswertung mit denen der photosynthetischen Aktivität zum jeweiligen Zeitpunkt dargestellt und in Beziehung gesetzt. Die Resultate der Korrelationsanalyse sind in Tabelle 2 für die drei verschiedene Messreihen dargestellt, bei denen in 4 die Relevanz der Mittelwertbildung nachgewiesen werden konnte: Tabelle 2 Korrelationen. Markierte Korrelationen signifikant für p < 0.05; N = 126 (Fallweiser Ausschluss von MD)

	O_1	O_2	O_3
Sproß FM	0.1291	0.0802	0.0325
	p = 0.150	p = 0.372	p = 0.718
Sproß TM	0.1190	0.0837	0.0265
	p = 0.184	p = 0.351	p = 0.769
Wurzel FM	–0.0977	–0.1645	–0.1446
	p = 0.276	p = 0.066	p = 0.106
Wurzel TM	0.1093	0.0203	0.0426
	p = 0.223	p = 0.822	p = 0.636
Mycorrhizierung	0.3748	0.4217	0.4217
	p = 0.000	P = 0.000	p = 0.000

Tabelle 3 zeigt versuchsbedingte Korrelationen: 100 Stück aus 1 g FM Wurzel, unabhängig von der Wurzelmasse: Tabelle 3. Korrelationen. Markierte Korr. signifikant für p < 0.05 N = 127 (Fallweiser Ausschluss von MD)

Sproß FM Sproß TM Wurzel FM Wurzel TM

Mycorrhizierung –0.0750 –0.0915 –0.3513 –0.1114

P = 0.402 P = 0.306 p = 0.000 p = 0.212
Tabelle 4 stellt die Korrelationen zwischen photosynthetischer Aktivität und der Mykorrhizierung verglichen mit der Korrelation zur Gesamtmenge der Mykorrhizen dar: Tabelle 4 Korrelationen. Markierte Korr. signifikant für p < ,05000 N = 127 (Fallweiser Ausschluss von MD)

Mycorrhizierung O_1 O_2 O_3

0.3852 0.4351 0.4351

p = 0.000 p = 0.000 p = 0.000

0.3145 0.3080 0.2993

p = 0.000 p = 0.000 p = 0.001
Ergebnis der Auswertung:

1. Es gibt keine signifikanten Zusammenhänge zwischen den Ernteparametern und der photosynthetischen Aktivität der Weizenblätter in den einzelnen Inokulationsvarianten.
2. Es gibt dem gegenüber eine signifikante Korrelation zwischen der photosynthetischen Aktivität der Weizenblätter in den einzelnen Inokulationsvarianten und der Mykorrhizierung.
3. Die Korrelation ist bei der Betrachtung der Mykorrhizierung größer als bei der gleichen auf die Gesamtwurzelmasse bezogenen Betrachtung,
4. Der Vitalitätsparameter beschreibt im vorliegenden Falle eine qualitative Beziehung zur untersuchten Pflanze, die Mykorrhizierung.

Mit dieser Erkenntnis werden nunmehr die Korrelationen der einzelnen Varianten und die darin enthaltenen mikrobiologischen Wechselbeziehungen betrachtet. Dabei lassen sich für die zweite Versuchswoche folgende Grundaussagen treffen:

1. Durch Inokulation mit Glomus wird die Sauerstoffproduktion der Pflanze erhöht.
2. Durch den Einfluss von Fusarium nimmt die Vitalität stark ab, während gemeinsam mit Glomus das Kontrollniveau wieder erreicht wird.
3. Alternaria hat gegenüber der Kontrollvariante keinen wesentlichen Einfluss, gemeinsam mit Glomus wird ein stabilisiertes Kontrollniveau erreicht.
4. Folgende Antagonismen sind zu erkennen: Gl gegen Fus; Gl gegen Alt, Alternaria steht in Konkurrenz zu Fusarium (kein additiver Effekt!); Gl + Fus + Alt erreicht etwa das Kontrollniveau.

Abschließend soll auf die Dynamik der Wechselbeziehungen mit den in Tabelle 4 dargestellten Resultaten der Korrelationsanalyse verwiesen werden. Diese ist in den Diagrammen in 8 und 9 dargestellt. 8 zeigt einen Vergleich der Dynamik der einzelnen Inokulationsvarianten über einen Zeitraum von 14 Tagen, während das Diagramm in 9 einen Vergleich der Dynamik der einzelnen Inokulationsvarianten über einen Zeitraum von 39 Tagen darstellt. Aus den Diagrammen lassen sich folgende Schlussfolgerungen ziehen:

1. Es zeigt sich eine parallele Dynamik der Kontrollvariante WW mit den Varianten WW + Glomus und WW + Alternaria.
2. Andererseits liegt eine geänderte Dynamik bei der Kombination WW + Glomus + Alternaria vor.
3. Die Anfangswirkung von Alternaria ist sehr hoch.
4. Die Wirkung von Glomus setzt etwa ab dem 8. Tag ein und erstreckt sich etwa bis zum 30. Tag.
5. Ab dem 30. Tag ist keine Wirkung mehr zu verzeichnen.

Ausführungsbeispiel II: Algenwachstum und Huminstoffe
Untersuchung der Einwirkung von Huminstoffen (HS) auf das Wachstum von grünen Algen des Typs Monoraphidium convolutum
Mit der weltweit zunehmenden mineralischen Düngung im Pflanzenbau ist überall ein zunehmender Eintrag von Nährstoffen in die Oberflächengewässer zu verzeichnen. Das wiederum hat einen nachhaltigen Einfluss auf das Wachstum von Algen und höheren Pflanzen in diesem Ökobereich, welches bei Erreichen einer bestimmten Grenze starke negative Auswirkungen auf dieses Ökosystem hat. Es ist deshalb von Bedeutung zu wissen, ob und inwieweit diesem Wachstum auch mit biologischen Mitteln – an Stelle von chemischen Wachstumshemmern – Einhalt geboten werden kann. Diese Untersuchungen führen für jedes individuelle Ökosystem zu ganz spezifischen Schlussfolgerungen im quantitativen Bereich und müssen deshalb für jedes einzelne System gesondert durchgeführt werden.
Es wird ein Beispiel unter Verwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens gezeigt, in dem über den Vitalitätsparameter „S”, gemessen mit dem PlantVital^®5000, geklärt werden kann, ob und in welcher Größenordnung im Falle von konkreten Algen Huminstoffe als zusätzlicher Nährstoff dienen oder hemmend auf das Algenwachstum wirken. Die Untersuchungen wurden durchgeführt, indem zwischen dem gemessenen Vitalitätsparameter „S” der photosynthetischen Aktivität der Algen und den unter der Einwirkung der Huminstoffe unterschiedlicher Konzentration in den Algen produzierten oxydativen Produkten eine Korrelation hergestellt wurde. In 10 ist das Algenwachstum im Zeitverlauf von 21 Tagen in Abhängigkeit von der Konzentration des organisch gebundenen Kohlenstoffs (siehe Kasten im Bild), eingebracht über die Huminstoffe, dargestellt.
11 zeigt den mit dem erfindungsgemäßen Verfahren gemessenen zeitlichen Verlauf der Sauerstoffkonzentration (vgl. 2) in Abhängigkeit vom Eintrag des organisch gebundenen Kohlenstoffs über die Huminstoffe.
Mit biochemischen Methoden (Bestimmung von Stress-Enzymen, wie Catalase (CAT), Superoxid-Dismutase (SOD), Peroxidase (POD), Glutathion-S-Transferase (GST) und Wasserstoffperoxid (H₂O₂)) wurde nunmehr versucht, das gleiche Ergebnis zu erreichen, um die primären Ursachen für das Absinken der photosynthetischen Aktivität zu ermitteln. Letztere Methoden haben in vielen Versuchen eine gute Korrelation zu den Versuchen mit den Huminstoffen ergeben. Es ist bekannt, dass die biologischen Untersuchungen sehr zeit- und materialaufwändig sind und die Verfügbarkeit mehrerer teuerer Geräte erforderlich ist. Des weiteren wird eine große Erfahrung des die Untersuchungen durchführenden Wissenschaftlers vorausgesetzt, um gute Ergebnisse zu erreichen.
Das Ergebnis der vergleichenden Untersuchungen ist in 12 dargestellt. Diese Abbildung zeigt die Korrelation zwischen der photosynthetischen Aktivität der Algen, ausgedrückt durch den Vitalitätsparameter „S”, und der Wasserstoffperoxyd-Konzentration im Algenmaterial ermittelt über eine Vielzahl von Versuchen.
Der Korrelationskoeffizient r² = 0,90 hat einen durchaus zufriedenstellenden Wert. r² = 1 wäre der Idealwert.
Das Beispiel zeigt, dass mit dem erfindungsgemäßen Verfahren sehr einfach und zweckmäßig Routine-Messungen ausgeführt werden können, wozu man anderenfalls ein Vielfaches an Zeit und einen enormen experimentellen Aufwand benötigt. Es zeigt weiterhin, dass mit dem erfindungsgemäßen Verfahren der Vitalitätsparameter „S”, ermittelt als objektive Größe aus der photosynthetischen Aktivität der untersuchten Spezies, ein das System objektiv und quantitativ beschreibender Parameter ist.
Ausführungsbeispiel III: Vitalität von Straßenbäumen
Untersuchung des Standorteinflusses auf die Vitalität von Straßenbäumen in Berlin-Charlottenburg und in Strausberg (Grüne Stadt am See) am gleichen Tage
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren wurden drei Sorten von Straßenbäumen, Kastanien, Eichen und Linden, an jeweils gleichen Tagen sowohl in einer verkehrsreichen Gegend in Berlin-Charlottenburg als auch in einer weniger verkehrsbelasteten Straße in Strausberg (Grüne Stadt am See) bei Berlin untersucht. Es wurde dabei darauf geachtet, dass die Bäume etwa das gleiche Alter hatten und die Proben von etwa der gleichen Höhe und der gleichen Himmelsrichtung entnommen wurden. Auch sonst waren die Lichtverhältnisse bei den jeweils verglichenen Proben vergleichbar.
Von allen Proben wurden jeweils 5 Exemplare vermessen, aus denen dann jeweils Mittelwerte gebildet wurden.
Als Messwerte wurden der Parameter der Respiration „R” und der Parameter der Assimilation „S” ermittelt (entsprechend den Angaben in 2).

Die auf diese Weise entsprechend dem erfindungsgemäßen Verfahren ermittelten Mittelwerte sind in der angeführten Tabelle 5 enthalten. In der Tabelle sind weiterhin die Koeffizienten der photosynthetischen Aktivität K_phA = –S/R dargestellt. Aus dieser Tabelle ist ersichtlich, dass in einschlägigen Fällen dieser erfindungsgemäße Koeffizient ein brauchbarer, die Vitalitätsverhältnisse noch deutlicher ausdrückender quantitativer Wert zur Beschreibung des Zustandes der Chlorophyll tragenden Untersuchungsobjekte ist. Tabelle 5: Vitalitätsparameter in μmol/m²·s von Straßenbäumen in Strausberg (SRB) und in Berlin (B) sowie deren Quotienten. In der Tabelle sind lediglich die Maßzahlen angegeben

Parameter	Kastanie	Kastanie	Kastanie	Eiche	Eiche	Eiche	Linde	Linde	Linde
Standort	SRB	B	SRB/B	SRB	B	SRB/B	SRB	B	SRB/B
„+S”	1,03	0,70	1,471	4,56	4,06	1,123	6,80	4,91	1,385
„–R”	2,58	3,68	0,701	3,50	3,55	0,986	3,91	7,92	0,494
”K_phA”	0,399	0,190	2,098	1,303	1,144	1,139	1,739	0,620	2,805

Die Zahlenwerte weisen deutlich aus, dass der Koeffizient der photosynthetischen Aktivität K_phA = –S/R vorhandene Unterschiede bei vergleichbaren Objekten deutlicher darstellen kann als die primären Vitalitätsparameter „S” und „R”.
Bezugszeichenliste

10: abgeschirmter Messplatz
15: biologische Probe
20: Messzelle
25: elektrochemischer Sensor
30: Lichtquelle
35: Zeitgeber
36: Ansteuerungselektronik
40: Messwerterfassungseinheit
45: Protokolleinheit
50: Messreihe
60: thermischer Regelkreis
65: Peltierelement
66: Temperaturfühler
67: Steuerelektronik
c: Sauerstoffkonzentration
D: zeitlicher Verzögerungsparameter
M: maximaler Sättigungswert
R: Respirationsparameter
S: Slopeparameter
t_on: Einschaltzeitpunkt
t_min: Zeitpunkt des lokalen Minimums
K_phA: = –S/R Koeffizient der photosynthetischen Aktivität

Claims

Verfahren zur Bewertung der Vitalität chlorophylltragender biologischer Proben mit einer Zeitverlaufsmessung einer Sauerstoffkonzentration (c) in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung mittels Messung einer Reaktionszeit (D) zwischen dem Zeitpunkt eines abrupten Beleuchtungswechsels und dem Zeitpunkt eines lokalen Extremwertes in der zeitabhängigen Sauerstoffkonzentration zur Bestimmung des Adaptionsverhaltens der Photosyntheseleistung, wobei die Zeitverlaufsmessung der Sauerstoffkonzentration (c) in einer unmittelbaren räumlichen Umgebung der biologischen Probe bei wechselnder Beleuchtung mit folgenden Verfahrensschritten ausgeführt wird: – einer Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während einer Dunkelzeit (t_D) bei einer abgeschalteten Beleuchtung, – einer Messung der Reaktionszeit (D) zwischen einem Einschaltzeitpunkt (t_on) der Beleuchtung und einem Zeitpunkt (t_min) eines auf den Einschaltzeitpunkt folgenden lokalen Minimums der Sauerstoffkonzentration, – einer Messung einer zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration während einer Hellzeit bei eingeschalteter Beleuchtung, – einer Bestimmung eines sich bei eingeschalteter Beleuchtung einstellenden Sättigungswertes (M) der Sauerstoffkonzentration, dadurch gekennzeichnet, dass aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während der Dunkelzeit (t_D) ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Respirationsparameter (R) und aus der zeitlichen Veränderung der Sauerstoffkonzentration (c) während der Hellzeit ein diese zeitliche Veränderung beschreibender Slope-Parameter (S) ermittelt wird, wobei aus dem negativen Verhältnis des Slope-Parameters „S” und des Respirationsparameters „R” ein Koeffizient der photosynthetischen Aktivität K_phA = –S/R bestimmt wird.
Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass der Respirationsparameter (R) und der Slope-Parameter (S) durch das Anpassen einer linearen Funktion an die gemessenen zeitlich veränderlichen Sauerstoffkonzentrationswerte während der Dunkel- bzw. der Hellzeit ermittelt wird.