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Die Erfindung betrifft einen Biosensor,
der aus einem planaren Sensor oder Teststreifen 1 und einem
kompartimentierten Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 besteht,
die form- und kraftschlüssig miteinander
verbunden sind. Der Biosensor besitzt streng reproduzierbare, kostengünstige und
massenproduktionsfähige
Eigenschaften zur Ausmessung von Substanzen oder Enzymaktivitäten in geringsten Probevolumina.
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Für
den erfindungsgemäßen Biosensor
mit Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 wird ein zweifach
oder mehrfach durch Kanäle
kompartimentierter Reaktions- und Messkammeraufsatz 2,
vorzugsweise aus Kunststoff, mit einer Innengeometrietiefe im Mikrometerbereich
genutzt, der photolithographisch, im Mikrospritzguss-, im Tiefzieh-
oder Heißprägeverfahren
hergestellt wird. In seinen Ausführungsformen wird
der Formkörper
aus Kunststoff mit der planaren Oberfläche des Sensors 1 irreversibel
verbunden. Aufgrund seiner inneren Geometrie und Oberflächenbeschichtung
erfolgt eine definierte Probeaufnahme, ein kontrolliertes Beschleunigen,
Verzögern oder
Abstoppen des Probeflusses.
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Der erfindungsgemäße Biosensor ist besonders
geeignet für
die kostengünstige
Realisierung von Enzym- und Affinitätssensoren, insbesondere voltammetrischer
Enzym- und Affinitätssensoren
für den
einmaligen Gebrauch.
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Mit der Nutzung von Sensoren für den Einmalgebrauch
und Teststreifen auf der Grundlage enzymatischer und affinitätsbasierender
Detektionsprinzipien für
schnelle und kostengünstige Vor-Ort-Tests,
aber auch quantitativer Messungen sind Sensorstrukturen erforderlich,
die einerseits eine möglichst
richtige und reproduzierbare Messung sichern, andererseits aber
kostengünstig
herstellbar sein müssen.
Darüber
hinaus sollte die erforderliche Probemenge so gering als möglich sein.
Diese Kriterien erfordern ein streng reproduzierbares Liquid-Handling
der Probe.
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Quantitative Vor-Ort-Messungen, die
einfach durchzuführen
sind und neben dem Sensorelement oder Teststreifen nur ein Handmessgerät zur Signalauswertung
als "Signalausleseeinheit" benötigen, sind
als so genannte "Einmal"- oder "Wegwerf"-Teststreifen oder -Sensoren
bekannt. Für
Messsysteme, die eine enzymatisch-voltammetrische Indikation nutzen
und die insbesondere für
den Einmalgebrauch in der medizinischen Diagnostik, im Point of
Care- oder Home Care-Bereich verwendet werden, sind eine Vielzahl
technischer Lösungen
bekannt.
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Die bekannten technischen Lösungen bestehen
prinzipiell aus einem Kunststoffsupport, auf den eine Zwei- oder
Dreielektrodenanordnung aus Kohlenstoffpasten oder einer metallisch
dünnen
Schicht oder aus Metallfolien mittels Siebdruck, Sputtern oder durch
Aufkleben respektive aufgebracht wurde. Unmittelbar über der
Elektrodenanordnung befindet sich eine Reaktionsschicht, die einen
Elektronenmediator, eine Oxidoreduktase sowie Additive zur Stabilisierung
und schnellen Benetzbarkeit enthält.
Als Oxidoreduktasen werden Oxidasen, PQQ-abhängige Dehydrogenasen oder NAD
+-abhängige
Dehydrogenasen und als Mediatoren beispielsweise Chinone, chinoide
Redoxfarbstoffe oder redoxaktive Metallkomplexe verwendet. Eine
Reihe technischer Lösungen
sehen zusätzlich
Schichten mit Filterwirkung gegenüber Blutzellen und anderen
im Blut enthaltenen und die Messung beeinflussenden Substanzen vor (z.B.
US 5,628,890 ,
EP 0874984 , WO 99/30152). Die Nachweisreaktion
erfolgt durch eine voltammetrisch kontrollierte Oxidation des aus
der enzymatischen Reaktion mit dem Blutanalyten zuvor reduzierten
Redoxmediators. Eine bekannte technische Lösung benutzt das Prinzip der
spektroelektrochemischen Dünnschichtzelle
mit coulometrischem Nachweis des enzymatischen Gesamtstoffumsatzes
an reduziertem Mediator bzw. Analyten in der Messzelle (
US 6,338,790 ; Feldman et
al., Diabetes Technology Therapeutics 2 (2000) 2, 221–229).
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Die Probe wird entweder direkt auf
die Schichtenfolge gegeben oder mittels eines Kapillareffekts in
die Reaktionsschicht über
der Elektrodenanordnung gesaugt (
EP
274215 ,
US 490,042 ).
Dazu wird ein Kapillarspalt zur Probeaufnahme unmittelbar über der
Elektrodenanordnung geschaffen. Technische Lösungen zum Aufbau einer kapillaren
Messkammer bzw. eines Kapillarspaltes beschreiben beispielsweise
die Verwendung von Spacern seitlich der Elektrodenanordnung. Als
Spacer dienen verklebte Kunststoffzwischenlagen, doppelseitig mit
einem Kleber versehene Folien oder starke Klebeschichten, die im
Sieb- oder Schablonendruck aufgetragen werden. Auf die Spacerschicht
wird im Anschluss eine Deckschicht aufgebracht, so dass eine Ein-
und Austrittsöffnung
für die
Probeflüssigkeit
generiert wird (z.B.
US 5,120,420, US 5,645,709 ). Eine weitere technische
Lösung
sieht die Ausbildung einer konkaven Wölbung in der Abdeckung vor,
die nach dem Verkleben mit dem Support einen Kapillarspalt erzeugt
(
US 5,759,364 ).
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In den beschriebenen technischen
Lösungen wird
die Probe aufgrund der Kapillarwirkung auf die sensitive Fläche des
Sensors transportiert. Eine große
Austrittsöffnung
führt zur
Aufhebung der Kapillarwirkung, so dass die Probeaufnahme damit beendet wird.
Varianten nutzen als Austrittsöffnung
beispielsweise eine Öffnung
in der Abdeckung oder eine Öffnung
im Support des Sensors.
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Auf diese Weise wird auch das Gesamtvolumen
der Probe festgelegt.
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Die Kapillarwirkung wird durch die
Verwendung hydrophilisierter Oberflächen (
US 5,759,364 ) und das zusätzliche
Einbringen hydrophiler Polymere und sorptiver Polymere bzw. hydrophilisierter
Gewebe in ihrer Wirkung in verschiedenen technischen Lösungen verbessert
(
US 5,997,817 ,
US 5,708,247 ).
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Gemeinsam ist den beschriebenen Systemen,
dass bei dem Prinzip des kapillaren Probetransports die auszumessende
Probe über
einen Kapillarspalt aufgesaugt wird und die kapillarkraftbedingte Probeaufnahme
mehr oder weniger reproduzierbar an einer Austrittsöffnung abreißt, wobei
Reste der Probe am Rande der Austrittsöffnung austreten können. Darüber hinaus
beschränken
sich die Möglichkeiten
einer gegebenenfalls erforderlichen Probevorbehandlung auf den Bereich
der Messkammer selbst, in der die eigentliche Indikationsreaktion
jedoch mit der Probeaufnahme sofort beginnt.
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Bekannte technische Lösungen zum
Aufbau immunochemischer Teststreifen bzw. Sensoren oder Tests, die
Affinitätsreaktionen
nutzen, basieren in aller Regel auf nacheinander überlappend
angeordneten, filtrierenden und gut saugfähigen natürlichen oder synthetischen
Polymermembrangerüstschichten
aus zelluloseartigen Materialien wie Zellulosenitrat, Zelluloseester
und regenerierter Zellulose oder Materialien aus modifizierten Polyamiden
oder modifiziertem Polyethersulfon. Dadurch werden vertikal (z.B.
DE 19622458 ) oder horizontal
verlaufende Fließstrecken
realisiert (z.B.
DE 4037724 ,
US 6,221,238 ). Neben einer
Separation der Probe kann sowohl die immunochemische Reaktion als
auch die sekundäre
Nachweisreaktion in qualitativer Form durch Visualisierung einer
Farbreaktion oder Aufkonzentrierung metallischer Mikropartikel oder
in quantitativer Form mittels elektrochemischer Detektion oder optischer
Detektion erfolgen. von Nachteil sind das vergleichsweise große erforderliche
Probevolumen und das ungünstige
Verhältnis
von verfügbarem Probevolumen
zu gegebener Festphasenoberfläche.
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Bekannt ist auch ein Mikrofluidiksystem,
das einen verzweigten Glaskanalchip in Kombination mit einem amperometrischen
Dickschichtsensor verwendet. Dabei wird durch Anlegen einer gepulsten
Spannung der Transport der getrennt deponierten Immunoreagenzien
sowie von Probe-, Puffer- und Substratflüssigkeit initiiert. Die vorteilhafte
Mikrofluidik ermöglicht
eine Nachweisgrenze im femtomolaren Bereich, allerdings fehlt die
adäquate
Integration von Fluidik und Sensorelement sowie ein einfaches Liquidhandling.
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Aufgabe der Erfindung war es deshalb,
einen Biosensor bereitzustellen, der die oben genannten Nachteile
sowohl bei den bekannten Einmal-Enzym-Sensoren als auch Einmal-Affinitätssensoren vermeidet
und technologisch kostengünstig,
einfach und streng reproduzierbar herstellbar ist. Darüber hinaus
soll der Biosensor eine einfache Handhabung ermöglichen, ein minimales und
ein streng reproduzierbares und definiertes Probevolumen aufnehmen und
die Bestimmung sowohl von Substanzen als auch von Enzymaktivitäten ermöglichen.
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Die Aufgabe der Erfindung wird gemäß den unabhängigen Ansprüchen gelöst. Die
Unteransprüche
stellen bevorzugte Ausführungsvarianten
dar.
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Es wurde gefunden, dass ein Biosensor
mit Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 mit streng reproduzierbaren,
kosten günstigen
und massenproduktionsfähigen
Eigenschaften zur Ausmessung von Substanzen oder Enzymaktivitäten in geringsten
Probevolumina erhalten wird, wenn der Reaktions- und Messkammeraufsatz 2,
der mittels photolithographischen Verfahrens, Laserstrukturierung,
Mikrospritzguss, Tiefziehverfahren oder Heißprägeverfahren aus Kunststoff
hergestellt werden kann, zweifach oder mehrfach durch Kanäle kompartimentierte
Kammern oder Räume
aufweist. Die Kanäle
stellen Verbindungen zu den einzelnen, nacheinander angeordneten
Kammern bzw. Räumen
dar. Die Innengeometrietiefe der Kanäle und Kammern liegt im Mikrometerbereich.
Der Formkörper
der Reaktions- und Messkammer 4 ist in seinen verschiedenen
Ausführungsformen
immer mit der planaren Oberfläche 1 des
Biosensors durch eine form- oder kraftschlüssige Verbindung irreversibel
verbunden.
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Die Tiefe der photolithographisch
strukturierten, im Mikrospritzgussverfahren hergestellten, tiefgezogenen
oder heißgeprägten Geometrie
des Innenraumes des Reaktions- und Messkammeraufsatzes 2 kann
sich sowohl innerhalb des Kompartiments als auch von Kompartiment
zu Kompartiment ändern und
beträgt
zwischen 10 μm
und 300 μm.
Als Material sind Folien oder Platten aus Polycarbonat, Polymethylmethacrylat,
Polystyrol oder Polyvinylchlorid mit Dicken zwischen 0,1 mm und
2,0 mm geeignet.
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Aufgrund der inneren Geometrie des
Reaktions- und Messkammeraufsatzes 2, die sowohl sprunghafte
Querschnittsänderungen
von Kanal zu Kompartiment und von Kompartiment zu Kanal als auch
kontinuierliche Änderungen
innerhalb des Kompartiments aufweist und darüber hinaus mit Oberflächenmodifikationen
innerhalb bestimmter Geometrieabschnitte versehen wird, gelingt
eine definierte Probeaufnahme, deren verzögerter Durchfluss oder Verbleib
in einer der Kammern, so dass ein kontrollierter Probefluss vom
Probeaufnahme kanal 3 über gegebenenfalls
verschiedene Probeaufnahme-, Vorbereitungs-, Affinitätsreaktions-,
Substratdepot-, Reaktions- und Messkammern bis zu einem Probeauffangraum 6 realisiert
werden kann.
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Im einfachsten Fall besteht der Reaktions- und
Messkammeraufsatz 2, der mittels form- oder kraftschlüssiger Verbindung
auf der ebenen Oberfläche
des Sensors 1 fixiert ist, aus einem Probeaufnahmekanal 3 mit
einem Volumen zwischen 0,005 μl
und 0,05 μl,
einer gemeinsamen Reaktions- und Messkammer 4 mit einem
Volumen zwischen 0,1 μl
und 1,0 μl,
einem Probestoppkanal 5 mit einem Volumen zwischen 0,005 μl und 0,05 μl, der den
kapillaren Probefluss blockiert und einem Probeauffangraum 6 mit einem
Volumen von mindestens 10 μl.
Der Probeaufnahmekanal 3, dessen Wandungen oder Basisfläche mittels
eines Tensides hydrophilisiert werden oder der ein hydrophilisiertes
poröses
Füllmaterial
enthält, und
dessen Querschnitt eine Tiefe zwischen 10 μm und 50 μm aufweist, verfügt über eine
Eintrittsöffnung.
Die sich dem Probeaufnahmekanal 3 anschließende Reaktions- und Messkammer 4, die
direkt über
dem Messfenster bzw. der Elektrodenanordnung 1b, 1d des
planaren Sensors 1 positioniert ist, kann sich in der Tiefe
und/oder Breite ihres Querschnittes gegenüber der Tiefe und/oder Breite
des Querschnitts des Eintrittskanals 3 entweder sprunghaft
beispielsweise auf das Doppelte bis Zwanzigfache vergrößern oder
kann von der Eintritts- bis zur Austrittsöffnung der Reaktions- und Messkammer 4 kontinuierlich
auf das Doppelte bis Zwanzigfache ansteigen. Danach folgt ein so
genannter Probestoppkanal 5, der in der Tiefe und/oder
Breite seines Querschnitts beispielsweise um die Hälfte bis
Zwanzigfache geringer ist als die Tiefe und/oder Breite des Austrittsöffnungsquerschnitts
der Reaktions- und Messkammer 4 und dessen innere Wandungen
mittels längerkettigen
Kohlenwasserstoffen oder Derivaten davon oder mittels eines auf
organischen Lösungsmitteln
basierenden Haftklebers modifiziert sind oder der ein hydrophobisiertes
sorbtives Füllmaterial
enthält,
und eine kapillarkrafthemmende Wirkung auf die Probeflüssigkeit
ausübt.
Dieser Probestoppkanal 5 mündet in einem so genannten
Probeauffangraum 6, der eine Tiefe zwischen 100 μm und 300 μm aufweist.
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Als poröses Füllmaterial werden porös strukturierte
natürliche
oder künstliche
Materialien aus Zellulose, Zellulosederivaten, Polyurethanen, Zeolithen,
Silikaten oder Gemischen davon verwendet.
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Die Probe wird aufgrund der kapillarkraftfördernden
Geometrie des Probeaufnahmekanals 3 bzw. dessen sorptiven
Füllmaterials
sehr schnell aufgenommen und bis in die Reaktions- und Messkammer 4 weitergeleitet.
Durch die Querschnittserweiterung der Reaktions- und Messkammer 4 und
die kapillarkrafthemmende Wirkung des nachfolgenden Probestoppkanals 5 kommt
der Probefluss zum Stillstand und verbleibt damit in der Reaktions-
und Messkammer 4. Sollte lange nach Beendigung der Messung
die Probe dennoch den Probestoppkanal 5 durchbrechen, gelangt
die Probe in den Probeauffangraum 6, der in seinen inneren
Abmaßen
eine abrupte Vergrößerung der
Tiefe/ und oder Breite des Querschnitts gegenüber der Tiefe/ und oder Breite
des Querschnitts des Probestoppkanals 5 aufweist und vom
Volumen so groß ist,
dass die Kapillarkraftwirkung aufgehoben wird und der Probefluss
in dieser Kammer 6 zum Stillstand kommt. Aufgrund der Größe dieses
Raumes 6, der mit seinem Volumen von mindestens 10 μl über die
gesamte Sensorfläche 1 reicht
und am Ende eine Öffnung
zum Luftdruckausgleich aufweist, verbleibt die Probe mit einem Volumen
kleiner 1 μl
in diesem Raum 6.
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Gegebenenfalls kann zwischen dem
Probeaufnahmekanal 3 und der Reaktions- und Messkammer 4 eine
Probekonditionierungskammer oder Probevorbehandlungskammer 7 angeordnet
sein, die in ihren Eigenschaften denen der Reaktions- und Messkammer 4 analog
ist und aufgrund einer entsprechenden Vorbefüllung beispielsweise zur Hämolyse, zur
Anhebung oder Absenkung des pH-Wertes der Probe, zur Probepufferung,
zur Separation von Probebestandteilen, zur Eliminierung von Interferenzen oder
zur Aufnahme von Co-Reaktanden in die Probe, die für die nachfolgende
Reaktion, wie sie beispielsweise zur Bestimmung von Enzymaktivitäten oder Cofaktor-abhängiger Oxidoreduktasereaktionen
erforderlich sind, dient.
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Die beschriebene Ausführungsform
ist besonders für
voltammetrische Enzymsensoren zum Einmalgebrauch geeignet.
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Eine weitere Ausführungsform des erfindungsgemäßen Biosensors
ist dadurch gekennzeichnet, dass es sich um einen mehrfach durch
Kanäle
kompartimentierten Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 handelt.
Diese in Kammer- und Kanalgeometrien, Material, Oberflächenmodifizierung
und Fixierung mit der vorigen Ausführungsform identische Variante
besteht jedoch neben einem Probeaufnahmekanal 3 mit einem
Volumen zwischen 0,02 μl und
0,05 μl,
aus einer Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 mit
einem Volumen zwischen 2 μl und
20 μl, einer
Substrat- und Pufferdepotkammer 10 mit einem Volumen zwischen
0,1 μl und
5 μl, einer Fängerzonenund
Messkammer 4 mit einem Volumen zwischen 0,1 μl und 5 μl und einem
Probeauffangraum 6 mit einem Volumen von mindestens 10 μl. Diese
Kompartimente sind durch kanalartige Übergänge mit Volumen zwischen 0,02 μl und 0,05 μl, die den
Durchtritt der Probe beschleunigen, verzögern oder stoppen, miteinander
verbunden. Die Realisierung der kapillarkraftfördernden oder -hemmenden Wirkung
in diesen Übergangskanälen erfolgt,
wie in der vorangegangenen Ausführungsform
beschrieben. Bei kurzzeitigem Kontakt mit Probeflüssigkeit erfolgt über die
Eintrittsöffnung
des Probeaufnahmekanals 3 die rasche Aufnahme der Probe,
die zur Befüllung
der Probeaufnahmekammer 8, die gleichzeitig die Affinitätsreaktionskammer 8 darstellt,
führt.
Mit der Befüllung
der Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 wird
zunächst
ein definiertes Probevolumen realisiert. Darüber hinaus enthält diese Kammer
sowohl an ihren Wandungen immobilisiert Antikörper, Antigene/Haptene, DNA-Abschnitte oder Oligonukleotide
als auch den Analyten in Form eines Antigens/Haptens, Antikörpers, DNA-Abschnitts
oder Oligonukleotids, der mit einem Enzym oder einem optisch oder
elektrochemisch aktiven Molekül
konjugiert ist und bei Anwesenheit der Probe in der Lösung frei
diffusionsfähig
ist. Da die inneren Wandungen des Verbindungskanals 9 zur
Substrat- und Pufferdepotkammer 10 in einem bestimmten
Ausmaß hydrophobisiert
sind oder ein hydrophobisiertes poröses Füllmaterial enthalten und damit
eine kapillarkrafthemmende Wirkung auf die Probeflüssigkeit
ausüben,
verbleibt die Probeflüssigkeit
zunächst
in der Probeaufnahmekammer B. Der in der Probe enthaltene Analyt
kann in Konkurrenz mit der konjugierten Form des in der Probeaufnahme-
und Affinitätsreaktionskammer 8 vorliegenden
Analyten einer Affinitätsreaktion
mit dem immobilisierten Erkennungsmoleküls in Form eines Antikörpers, Antigens/Haptens, DNA-Abschnitts
oder Oligonukleotids eingehen. Nach definierter Inkubationszeit
bzw. definierter Verzögerung
des Probeflusses durch den Verbindungskanal 9 zur Substrat-
und Pufferdepotkammer 10 gelangen die mit dem Marker konjugierten
Analytmoleküle,
die keine Bindung mit den immobilisierten Erkennungsmolekülen eingehen
konnten, durch den Probefluss in die Substrat- und Pufferdepotkammer 10 und
von dort in die Messkammer 4, die direkt über der
sensitiven Fläche 1b, 1d des
Sensors oder Teststreifens fixiert ist. In der Substrat- und Pufferdepotkammer 10 wird
die Probe gegebenenfalls auf das pH Optimum der Nachweisreaktion
des Markermoleküls
eingestellt und mit dem entsprechenden Substrat und Cosubstraten
angereichert, so dass die sekundäre
Nachweisreaktion damit startet. An den Wandungen der Messkammer 4 sind
Fängermoleküle immobilisiert,
die das Konjugat binden und damit in der Messzelle anreichern. Das
Markermolekül
tritt direkt oder über
ein Reaktionsprodukt mit der sensitiven Fläche 1b, 1d des
Sensors oder Teststreifens in Wechselwirkung und der Sensor oder
Teststreifen 1 generiert ein analytabhängiges Messsignal. Der nachfolgende
Probestoppkanal 5 ist hydrophobisiert bzw. enthält ein stark
hydrophobisiertes sorbtives Füllmaterial
und bewirkt, dass die Probe innerhalb der Messkammer 4 verbleibt.
Sollte nach Beendigung der Messung die Probe den Probestoppkanal 5 durchbrechen,
gelangt die Probe in die Probeauffangkammer 6, in der der
Probefluss zum Stillstand kommt.
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Aufgrund des geringen erforderlichen
Probevolumens, des vorteilhaften Verhältnisses von Probevolumen zu
Festphasenoberfläche
und des einfachen und reproduzierbaren Flüssigkeitshandlings ist diese
Ausführungsform
besonders für
die Realisierung hochsensitiver Affinitätssensoren zum Einmalgebrauch
geeignet.
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Damit wird ein Biosensor bereitgestellt,
der für
die Ausführungsvariante
als Enzymsensor die Probe, deren Volumen kleiner als ein Mikroliter
ist, durch definierte und unterschiedliche Kapillarkraftwirkung
der Kanäle
bzw. der Kompartimentgeometrie und -Oberfläche oder durch den Flüssigkeitstransport über sich
in ihren Sorptionseigenschaften unterscheidende poröse Füllmaterialien
in den Kanälen und
Kompartimenten kontrolliert und reproduzierbar aufnimmt, transportiert
und im Messkammerbereich belässt,
wobei gegebenenfalls die Reaktionskammer als eine Probevorbereitungs-
bzw. Konditionierungskammer separat ausgebildet und der Messkammer vorgeschaltet
ist.
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In der Ausführungsvariante als Affinitätssensor
wird die Probe, deren Volumen bis zu 20 μl beträgt, durch definierte und unterschiedliche
Kapillarkraftwirkung der Kanäle
bzw. der Kompartimentgeometrie und -Oberfläche oder durch den Flüssigkeitstransport über sich
in ihren Sorptionseigenschaften unterscheidende sorptive Füllmaterialien
in den Kanälen
und Kompartimenten kontrolliert und reproduzierbar aufgenommen,
durchläuft
eine Reihe von Kompartimenten bzw. Kammern und endet schließlich im
Messkammerbereich.
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Ausführungsbeispiele
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Der erfindungsgemäße Biosensor wird durch nachfolgende
Ausführungsbeispiele
und Zeichnungen näher
erläutert.
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Beispiel 1:
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Erfindungsgemäßer Biosensor für den Einmalgebrauch
zum Nachweis von Lactat. Zur Erläuterung
dienen 1 bis 3.
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Auf einen PVC Kunststoffsupport 1 mit
einer Dicke von 0,6 mm werden in Zehnernutzen mittels Siebdruck
nacheinander Elektrodenflächen 1b bzw. Kohlenstoffkontaktbahnen 1c (Acheson
PE 401, Acheson NL), Isolationslack 1e (240 SB, ESL Europe)
und Kleber (D 159, Kiwoprint) wie in 1 dargestellt
aufgedruckt und jeweils bei 70°C
gehärtet.
Die Geometrie des Kleberfilms ist identisch mit der Geometrie der
Isolationslackschicht 1e. Die Abmessungen eines Sensors
sind 6 mm × 36
mm (B × L).
Die Einzelflächen
von Arbeits-, Referenz- und Gegenelektrode, die nacheinander angeordnet
sind und die eigentliche Elektrodenfläche 1b ausmachen, betragen
jeweils 1 mm2. Mittels eines Dispensers
werden 0,3 μl
einer Reaktionslösung
bestehend aus 1,3 Units Lactatoxidase (Fluka), 45 μg Ferricyanid
(Sigma), 1,6 μg
Triton × 100
(Sigma) und 1,5 μg
mikrokristalliner Zellulose (Aldrich) als Reaktionsschicht 1d in
0,02 μl Dispensierschritten
gleichmäßig über die
gesamte Elektrodenfläche
verteilt aufgetragen.
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Für
den Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 wird eine PVC-Folie von 0,2 mm
Dicke mittels einer Stahlpatrize heißgeprägt. Die als Zehnernutzen hergestellte
Patrize weist Erhebungen für
einen Probeaufnahmekanal 3, eine Reaktions- und Messkammer 4,
einen Probestoppkanal 5, und einen Probeauffangraum 6 auf.
Dementsprechend wurden Kanäle
und Kompartimente mit folgenden Geometrien realisiert: Probeaufnahmekanal 3:
50 μm × 100 μm × 1 mm (H × B × L), Reaktions-
und Messkammer 4: 100 μm × 1 mm × 3 mm (H × B × L), Probestoppkanal 5: 100 μm × 100 μm × 1 mm (H × B × L) und
Probeauffangraum 6: 250 μm × 3 mm × 25 mm
(H × B × L).
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Mittels Dispenser werden nacheinander
20 nl einer 0,1%igen wässrigen
Lösung
aus Triton × 100 in
den Probeaufnahmekanal 3 und 20 nl einer 2%igen Lösung aus
Paraffinwachs (Aldrich) in den Probestoppkanal 5 dosiert
und getrocknet.
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Die heißgeprägte Folie wird über Markierungen
auf der Klebeschicht des Grundsensors fixiert. Das resultierende
erforderliche Probevolumen beträgt
ca. 0,5 μl.
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Danach wird der Nutzen durch Schneiden
in zehn Sensoren vereinzelt.
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Zur Durchführung einer Lactatmessung wird der
Sensor über
die Kontaktbahnen 1c an eine potentiostatische Ausleseeinheit
(Handmessgerät
SensLab) mit einer Polarisationsspannung von +450 mV angeschlossen.
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Durch Kontakt des Probeaufnahmekanals 3 mit
einer Probelösung
gelangen in weniger als einer Sekunde ca. 0,5 μl Probe bis in die Reaktions-
und Messkammer 4. Aufgrund des hydrophobisierten Probestoppkanals 5 verbleibt
die Probe in der Reaktions- und Messkammer 4, löst die Reaktionsschicht auf
und generiert einen Messstrom, der über der Zeit von 10 sec integriert
wird. Die Abhängigkeit
des Messsignals von der Lactatkonzentration ist in 3 dargestellt.
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Beispiel 2:
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Erfindungsgemäßer Biosensor mit Reaktions-
und Messkammeraufsatz 2 für den Einmalgebrauch zum Nachweis
von p-Chinonderivatisierten Histamins. Zur Erläuterung dienen 4 bis 5.
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Auf einen PVC Kunststoffsupport 1a mit
einer Dicke von 0,6 mm werden in Zehnernutzen mittels Siebdruck
nacheinander Elektrodenflächen 1b bzw.
Kohlenstoffkontaktbahnen 1c (Acheson PE 401, Acheson NL),
Isolationslack 1e (240 SB, ESL Europe) und Kleber (D 159,
Kiwoprint) wie in 4 dargestellt
aufgedruckt und jeweils bei 70°C
gehärtet.
Die Geometrie des Kleberfilms ist identisch mit der Geometrie der
Isolationslackschicht 1e. Die Abmessungen eines Sensors
sind 6 mm × 36
mm (B × L).
Die Einzelflächen
von Arbeits-, Referenz- und Gegenelektrode, die nacheinander angeordnet
sind und die eigentliche Elektrodenfläche 1b ausmachen,
betragen jeweils 1 mm2. Mittels eines Dispensers
werden 0,3 μl
einer sekundären
Reaktionslösung
bestehend aus 20 μg
Triton × 100
(Sigma) und 10 mg mikrokristalliner Zellulose (Aldrich) als Reaktionsschicht
in 0,02 μl
Dispensierschritten gleichmäßig über die
gesamte Elektrodenfläche 1b verteilt
aufgetragen.
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Zur Herstellung des Reaktions- und
Messkammeraufsatzes 2 dient eine mit einer photosensitiven
Schicht modifizierte Polyamidfolie (PHAT-Fi1m, Chromaline, Mnp.USA)
von insgesamt 100 μm
Dicke, deren Strukturierung über
eine Filmvor lage durch Belichtung und der damit verbundenen Polymerisierung und
anschließendem
Auswaschen der unbelichteten Flächen
erfolgt. Die als Zehnernutzen hergestellte Folie hat eine durchgängige Tiefe
von 100 μm
und weist wie in 4 dargestellt
einen Probeeintrittskanal 3, eine Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8,
einen ersten Übergangskanal 9,
eine Enzymsubstratdepotkammer 10, einen zweiten Übergangskanal 11,
eine Reaktions- und Messkammer 4, einen Probestoppkanal 5 und
einen Probeauffangraum 6 auf .
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Dementsprechend wurden Kanäle und Kompartimente
bei identischen Tiefen mit folgenden Geometrien realisiert: Probeaufnahmekanal 3:
200 μm × 1 mm (B × L), Probeaufnahme-
und Affinitätsreaktionskammer 8:
4 mm × 8
mm (B × L),
erster Übergangskanal 9:
200 μm × 2 mm (B × L), Substrat-
und Pufferdepotkammer 10: 1,5 mm × 1,5 mm (B × L), zweiter Übergangskanal 11:
200 μm × 2 mm (B × L), Reaktions-
und Messkammer 4 : 1 mm × 3 mm (B × L) , Probestoppkanal 5:
200 μm × 1 mm und
Probeauffangraum 6: 4 mm × 25 mm (B × L).
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Mittels Dispenser werden nacheinander
10 nl einer 0,1%igen wässrigen
Lösung
aus mikrokristalliner Zellulose (Aldrich), die 0,1 % Triton × 100 (Sigma)
und 2 % Polyethylenglycol (MG 8000) (Aldrich) enthält, in den
Probeaufnahmekanal 3 und in den ersten Übergangskanal 9 aufgetragen.
Nach dem Trocknen werden auf die Zelluloseschicht 15 nl
einer l%igen Chloroformlösung
aus Paraffinwachs (Aldrich) dosiert und getrocknet.
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In die Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 und
in die Reaktions- und Messkammer 4 werden jeweils nach
Zwischentrocknung in 5 Dosierschritten nacheinander 20 μl Protein
G (3 μg/ml,
Sigma) und Antikörper
gegen p-Chinonderivatisertes Histamin (5 μg/ml, BioTrend)
auf die jeweilige Deckfläche
aufgetragen und eine Antikörperimmobilisatschicht
erzeugt. Danach werden 10 μl β-Galacto sidase-Histaminkonjugat
(0,1 μg/ml)
auf die Grundfläche
der Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 aufgetragen
(ß-Galactosidase, Calbiochem). In die Substrat- und Pufferdepotkammer 10 werden
10 μl einer
p-Aminophenyl-β-D-galactosidlösung (0,2
mM, Sigma) dosiert.
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Die photolithographisch strukturierte
Folie wird über
Markierungen auf der Klebeschicht des Grundsensors fixiert. Das
resultierende erforderliche Probevolumen beträgt ca. 4 μl.
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Danach wird der Nutzen durch Schneiden
in zehn Sensoren vereinzelt.
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Zur Durchführung der Histaminbestimmung wird
der Sensor über
die Kontaktbahnen 1c an eine potentiostatische Ausleseeinheit
(Handmessgerät SensLab)
mit einer Polarisationsspannung von +200 mV vs. interner Referenzelektrode
angeschlossen.
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Durch Kontakt des Probeaufnahmekanals 3 mit
einer Probelösung
gelangen ca. 5 μl
in die Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer B.
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Das in der Probe enthaltene p-Benzochinon-derivatisierte
Histamin (beides Sigma) geht eine kompetitive Reaktion mit dem in
der Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 diffusionsfähig vorliegenden β-Galactosidase-Histaminkonjugat
um die Bindungsstellen der in der Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 immobilisierten
Antikörperschicht
ein. Nach definierter Inkubationszeit bzw. definierter Verzögerung des
Probeflusses durch den ersten Verbindungskanal 9 gelangt
die Probeflüssigkeit
und damit auch das nicht gebundene ß-Galactosidase-Histaminkonjugat
zur Substrat- und Pufferdepotkammer 10, es wird das vorliegende
p-Aminophenyl-β-D-galactosid gelöst und es beginnt die enzymatische
Hydrolyse zu p-Aminophenol durch das Markerenzym. Die Probe gelangt
nun über
den zweiten Übergangskanal 11 in
die sekundäre
Reaktions- und Messkammer 4. Der nachfolgende Probestoppkanal 5 ist
derart hydrophobisiert, dass die Kapillarkraftwirkung für einen
Weitertransport der Probeflüssigkeit nicht
ausreicht und die Probe innerhalb der Messzelle verbleibt. Dort
werden die β-Galactosidase-Histaminkonjugatmoleküle, die
in der Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 keine
Bindung mit den immobilisierten Erkennungsmolekülen eingehen konnten, durch
die Antikörperschicht,
die direkt über den
Elektrodenflächen 1b des
Sensors fixiert ist, gebunden bzw. in der sekundären Reaktions- und Messkammer 4 angereichert.
In Folge der weiteren Hydrolyse des p-Aminophenylgalactosids durch die β-Galactosidase
wird p-Aminophenol
angereichert und an der Arbeitselektrode bei +200 mV vs. interner Referenzelektrode
oxidiert. Der Oxidationsstrom ist proportional der Histaminkonzentration
in der Probe. Die Stromzunahme innerhalb der ersten Minute nach Probeflüssigkeitseintritt
in die sekundäre
Reaktions- und Messkammer 4 ist
für unterschiedliche
Histaminkonzentrationen in 5 dargestellt.
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Es zeigen 1 bis 5:
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1 Schnittdarstellung
eines voltammetrischen Enzymsensors mit kompartimentiertem Reaktions-
und Messkammeraufsatz 2 entlang der Symmetrieachse zwischen
Probeeintrittskanal 3 und Probeauffangraum 6,
mit Kunststoffsupport 1a, mit Elektrodenflächen 1b,
Enzym-Mediator-Reaktionsschicht 1d, Reaktions- und Messkammer 4,
und Probestoppkanal 5.
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2 Dreidimensionale
Darstellung eines voltammetrischen Enzymsensors mit kompartimentiertem
Reaktions- und Messkammeraufsatz 2 und planarem Sensor 1,
bestehend aus einem Support 1a, Elektrodenflächen 1b,
Kontaktbahnen 1c, einer Enzym- Mediator-Reaktionsschicht 1d und
einer Dickschichtisolationsschicht 1e;
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3 Abhängigkeit
der coulometrischen Messwerte eines Lactatsensors von der Lactatkonzentration
(Doppelbestimmungen) gemessen mit einem erfindungsgemäßen Enzymsensor
der 1 und 2;
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4 Dreidimensionale
Darstellung eines voltammetrischen Immunosensors mit kompartimentiertem
Reaktions- und Messkammeraufsatz 2, Kunststoffsupport 1a,
Elektrodenflächen 1b mit
Kontaktbahnen 1c, einer Dickschichtisolationsschicht 1e, sekundärer Reaktionsschicht 1d,
Probeeintrittskanal 3, Probeaufnahme- und Affinitätsreaktionskammer 8 mit
immobilisierter Antikörperschicht
und markiertem Analyten, Verbindungskanal 20, Enzymsubstratdepotkammer 10,
Verbindungskanal 11, Reaktions- und Messkammer 4, Probestoppkanal 5 und
Probeauffangraum 6 und
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5 Abhängigkeit
der amperometrischen Messwerte eines immunochemischen Histaminsensors
von der Konzentration an p-Benzochinon-derivatisiertem Histamin
gemessen mit einem erfindungsgemäßen Immunosensors
der 4.